Десенситизация гипофиза

Роль антимюллерова гормона (АМГ) в норме и при различных гинекологических заболеваниях


Введение

Антимюллеров гормон (АМГ), другие названия - антимюллеровская субстанция или антимюллеровый фактор, является одним из наиболее интересных маркеров репродуктивной системы женщины, появившихся за последние годы. Измерение этого нового яичникового нестероидного гормона позволило изучить более глубокие процессы роста и созревания фолликулов и выяснить отдельные вопросы патогенеза ряда гинекологических заболеваний. В отечественной литературе роли АМГ в норме и патологии яичников посвящены пионерские работы профессора Орлова В.М. (Санкт-Петербург) (1,2) и профессора Назаренко Т.А. (Москва) (5).

Роль АМГ в мужском и женском организмах.

Немецкий анатом Йохан Мюллер (1801 - 1858) описал эмбриональный проток, предшественник матки, маточных труб и верхней трети влагалища. Этот проток получил название мюллерова. Другой немецкий и российский анатом Каспар Вольф (1733 - 1794) описал проток, предшественник семявыводящих путей, эпидидимиса и семенных пузырьков. Этот проток получил название вольфова.

Во время эмбрионального развития в мужском организме на сроке 8-10 недель мюллеров проток рассасывается. В середине ХХ века были произведены эксперименты, которые показали, что эмбриональное яичко выделяет субстанцию, которая способна вызывать рассасывание мюллерова протока. Это вещество получило название антимюллеров гормон (АМГ) (67). Физиологическая функция данного гормона различается в мужском и женском организме. В мужском организме в фетальный период формирующиеся клетки Лейдега продуцируют тестостерон, под воздействием которого развивается вольфов проток. Клетки Сертоли продуцируют АМГ, что вызывает регрессию мюллерового протока. В мужском организме АМГ выделяется клетками Сертоли с высокой интенсивностью в течение фетального периода и в детстве, однако уровень экспрессии снижается когда половые клетки в яичках начинают процесс мейоза, в пубертатный период, и во взрослом возрасте.

Долгое время функция АМГ в женском организме была неизвестна. Это связано с тем, что этот гормон могут вырабатывать только клетки гранулезы фолликулов от преантральной стадии до стадии больших антральных. В яичниках девочки первые признаки продукции АМГ появляются в пренатальный период (32 - 36 недель беременности) и уровень этого гормона в крови медленно повышается с возрастом. Максимума уровень АМГ достигает к расцвету репродуктивной функции женщины в 20 - 30 лет, после чего постепенно снижается и к менопаузе равняется нулю. В мужском организме АМГ в фетальный период достигает максимума после 8 недели беременности - 105 нг/мл, после чего постепенно уменьшается, достигая низких величин после 40 лет (14).

Молекулярно-биологические характеристики АМГ

АМГ человека представляет собой димерный гликопротеин с молекулярным весом 140 кДа, при активации от него отделяется биологически активный фрагмент весом 25 кДа (15). Ген этого гормона у человека находится на хромосоме 19 p13.3- p13.2 (11). АМГ относится к гликопротеинам, относящимся к суперсемейству трансформирующего фактора роста бета (ТФР-β). Кроме АМГ к регуляторам функции яичников, относятся также члены этого суперсемейства: BMP - 4, BMP - 8, BMP - 15, CDF - 9, ингибины А и B (10).

Коммерческие определители уровня АМГ.

Ряд фирм производит коммерческие определители уровня АМГ в крови, основанные на энзим-связанном иммуносорбентном методе (ELISA). Обычно используют определители фирм Medgenix, Serotec, Bayer, Immunotech-Coulter. Современные методы позволяют определить уровень АМГ от 0,01 нг/мл. При указании уровня в пмолях на литр коэффициент пересчета составляет 7,14 пмоль/л = 1 нг/мл.

В связи с клиническим использованием определения уровней АМГ встал вопрос о нормальных значениях этого гормона. Для определения нижнего порогового значения АМГ в диагностике овариального резерва обычно используют уровень от 0,2 до 0,5 и даже 1,0 нг/мл. Для определения верхнего значения обычно используют уровень 11 нг/мл и более высокие значения могут говорить о возможном наличии гранулезо- клеточной опухоли яичников (см. ниже).

Роль АМГ в фолликулогенезе.

Роль АМГ в фолликулогенезе разнообразна и до конца не изучена. Эксперименты на мышах, с выключенной функцией АМГ, показали, что у таких животных скорость входа примордиальных фолликулов в число растущих увеличена. Авторы этого исследования считают, что АМГ может защищать примордиальные фолликулы от выхода из покоящегося состояния (16). Недавно было найдено подтверждение подобного механизма у человека. Были описаны женщины с уменьшенной активностью АМГ, которая объяснялась полиморфизмом в гене рецептора к АМГ второго типа (AMH-RII). У таких женщин менопауза наступала раньше, чем в популяции (31).

В яичниках человека АМГ вырабатывается от пренатального периода до менопаузы. Этот гормон выделяется клетками гранулезы растущих фолликулов, от преантральной стадии вплоть до размера антральных фолликулов 6-8 мм в диаметре. После достижения фолликулов размера 8 мм и более уровень АМГ резко падает и возрастает активность ароматазы и, соответственно, продукция эстрадиола. Имеется четкое обратное взаимодействие между продукцией гранулезой предоминантного фолликула эстрадиола и АМГ (8). Также было отмечено, что доминантные и атретические фолликулы содержат крайне низкие уровни АМГ(75). У пациенток с полиморфизмом в гене рецептора к АМГ (AMH-RII) и уменьшенной функцией этого гормона наблюдается более быстрый рост доминантного фолликула (30).

Эти исследования говорят о том, что АМГ характеризует фолликулы на стадии предшествующей гормон -зависимому периоду роста фолликулов и сам АМГ защищает гранулезу растущих фолликулов от избыточного митогенного влияния ФСГ. Это позволяет получить информацию о более глубоких процессах фолликулогенеза и оценить число растущих фолликулов на гормон-чувствительной стадии роста (3).

Уровень АМГ в течение менструального цикла женщины остается постоянным и не сильно зависит от колебаний гипофизарных гонадотропинов, половых стероидов и ингибинов (28, 36). Одиночное измерение АМГ, на любой день менструального цикла дает полную клиническую информацию о состоянии овариального резерва (34). Wunder et al. тщательно изучили колебания АМГ в течение менструального цикла женщины с помощью особо чувствительного набора, способного определять уровни АМГ порядка 0,01 нг/мл. Было обнаружено, что АМГ подвержен небольшим, но статистически значимым колебаниям. Наибольшего значения АМГ достигает за четыре дня до овуляторного пика ЛГ, после чего снижается до минимума на четвертый день после пика ЛГ. После этого уровень АМГ повышается в течение первой половины лютеиновой фазы цикла и остается относительно стабильным в течение поздней лютеиновой фазы вплоть до середины фолликулярной фазы следующего цикла (77).

Изменение уровня АМГ с возрастом женщины.

АМГ является важнейшим показателем старения женской репродуктивной системы . Van Rooij et al. исследовали 81 здоровую женщину в возрасте 25-46 лет с целью изучить изменение таких показателей старения яичников, как число антральных фолликулов (ЧАФ), уровень АМГ, базальные уровни ФСГ, ингибина В и эстрадиола. Все женщины были исследованы дважды, с промежутком в 4 года. Выяснилось, что у женщин любого возраста уровень АМГ и ЧАФ имели корреляцию с возрастом, тогда как базальные уровни ФСГ и ингибина В имели такую корреляцию только у пациенток после 40 лет, а уровень эстрадиола вообще не имел такой корреляции. Уменьшение уровня АМГ было лучшим показателем старения яичников, вторым после него авторы считают уменьшение ЧАФ. Базальные уровни ФСГ и ингибина В авторы считают показателями старения яичников средней степени достоверности, а уровень эстрадиола как не имеющим значения (73).

Группа ВОЗ по изучению менопаузы в 1980 году ввело ряд определений. Под "естественной менопаузой" понимается прекращение месячных из-за потери фолликулярной активности яичниками. Естественная менопауза возникает после 12 месяцев аменореи, когда нет другой причины для ее возникновения. Под "переходом к менопаузе" понимают период между началом нарушения менструального цикла и последними месячными. (58,76). Более подробно стадии репродуктивного старения (STRAW) рассмотрела группа исследователей Американского общества репродуктивной медицины под руководством профессора Майкла Саулеса (63). Было предложено разделить репродуктивный период женщины на три фазы: раннюю, пик и позднюю. Переход к менопаузе - на ранний и поздний. Постменопаузу - на раннюю и позднюю. Уровень ФСГ растет, начиная с позднего репродуктивного периода, достигая максимума в раннюю постменопаузу. Продолжительность менструального цикла начинает быть подвержена колебаниям во время ранней стадии перехода к менопаузе, затем нарушения становятся более выраженными и наконец, после отсутствия месячных более 12 месяцев можно поставить диагноз "менопауза" (63).

Hale G. et al. подробно изучили уровни гормонов в крови пациенток согласно классификации STRAW. Выяснилось, что самым ранним маркером, показывающим переход от пика репродуктивной функции к позднему репродуктивному периоду, является падение уровня АМГ в десять раз, с 3,9 + 2,3 нг/мл до 0,32 + 0,24 нг/мл. В тоже время такие показатели как увеличение базального уровня ФСГ, падение базального уровня ингибина В гораздо менее выражены, а уровень прогестерона в середине лютеиновой фазы цикла остается неизмененным. Все это говорит о роли АМГ как перспективном маркере уменьшения репродуктивной функции женщины с возрастом.

С приближением менопаузы отмечается дальнейшее падение уровня АМГ. В ранний и поздний период перехода к менопаузе уровень этого гормона составляет 0,15 + 0,2 и 0,06 + 0,08 нг/ мл, соответственно. В постменопаузу уровень этого гормона равен нулю. Авторы делают выводы об АМГ, как наиболее чувствительном маркере старения яичников у человека (26)

Группа голландских исследователей на основе популяционного исследования создали модель, которая может предсказывать возможное время наступления менопаузы по одиночному измерению АМГ. В этой работе представлена таблица, согласно которой можно предсказать возможное время наступления менопаузы. Так, если у женщины в 37 лет наблюдается низкий уровень АМГ- 0,3 нг/мл, то возможное время наступления менопаузы у такой женщины составляет 41-44 года, что на 7-10 лет раньше, чем в популяции (51 год). И наоборот, если у женщины в 42 года наблюдается высокий уровень АМГ - 2 нг/мл, то время наступления менопаузы у этой женщины должно составлять 51-53 года, что на 2 гола позже, чем в среднем по популяции (71).

Американские исследователи изучили уровни базального ингибина В и АМГ у женщин в течении 5 лет до наступления менопаузы и выяснили, что крайне низкие уровни обоих гормонов являются достоверными маркерами, предсказывающими время наступления последних месячных, однако АМГ является более достоверным показателем (64).

Роль АМГ в определении овариального резерва.

Под овариальным резервом понимают функциональный резерв яичника, который определяет способность последнего к развитию здорового фолликула с полноценной яйцеклеткой и адекватному ответу на овариальную стимуляцию. Овариальный резерв отражает количество находящихся в яичниках фолликулов (примордиальный пул и растущие фолликулы) и зависит от физиологических и патофизиологических факторов(4) .

Впервые измерение АМГ как метод определения овариального резерва был предложен Seifer D. et al. в 2002 году. Авторы обнаружили, что у пациенток с числом полученных ооцитов 6 и менее, по сравнению с пациентками, у которых было получено 11 и более ооцитов, статистически различаются уровни АМГ, измеренного перед началом стимуляции, 1,0 + 0,4 нг/мл и 2,5 + 0,3 нг/мл, соответственно (59).

Назаренко Т.А. с соавт. исследовали АМГ у 30 здоровых женщин и у 210 пациенток с бесплодием. Авторы выявили, что у пациенток с трубно перитонеальным фактором имелась тенденция к увеличению доли женщин с низкими показателями АМГ. Авторы делают вывод о применимости измерения АМГ как показателя овариального резерва (5).

Van Rooj. et al. тщательно изучили клиническое значение определения АМГ в программе ЭКО. Выяснилось, что уровень АМГ имеет корреляцию с возрастом пациентки ( R = -0,30, Р < 0,01), с базальным уровнем ФСГ (R = 0,54, P < 0,01), с базальным уровнем ингибина В (R= 0,32, P < 0,01), с числом антральных фолликулов (ЧАФ) (R=0,77, P < 0,01) и с числом полученных ооцитов (R = 0,57, P < 0,01). При логистическом регрессионном анализе влияния АМГ на частоту плохого ответа на стимуляцию (наличие менее 4 полученных ооцитов) выяснилось, что уровень АМГ определял статистически достоверно вероятность этого состояния, независимо от уровня ФСГ и ингибина В (74). Fanchin R. et al. установили, что уровень АМГ имеет более выраженную корреляцию с числом антральных фолликулов, чем остальные гормональные тесты определяющие овариальный резерв (базальные уровни ФСГ, ЛГ, ингибина В и эстарадиола) (20). Hazout A. et al. обнаружили статистически значимое различие в уровне АМГ в группе пациенток, у которых наступила беременность в результате ЭКО и тех у которых беременность не наступила. В группе беременных уровень АМГ составил 2,4 + 0,9 нг/мл, в группе небеременных - 1,1 + 0,6 нг/мл, P < 0,002. В тоже время возраст, базальные уровни ФСГ, ЛГ, ингибина В и эстрадиола не различались в обеих группах пациенток (27). Muttukrishna S. et al. изучили влияния АМГ как маркера плохого ответа, который авторы определили как наличие менее, чем 4 фолликулов 15 мм в диаметре, после проведения стимуляции яичников в программе ЭКО. Выяснилось, что АМГ является главным фактором, который может определять вероятность плохого ответа и включение в анализ базальных уровней ФСГ и ингибина В не дают дополнительную клиническую информацию (46). Группа французских исследователей выявила, что уровень АМГ мало подвержен колебаниям при измерении в разных менструальных циклах одной женщины, по сравнению с другими показателями овариального резерва, базальными уровнями ФСГ, ингибина В, эстрадиолом и числом антральных фолликулов (57).

Ebner T. et al. обнаружили, что уровень АМГ может быть фактором, определяющим не только число ооцитов, полученных в программе ЭКО, но и их качество, т.е. отсутствие центральной темной грануляции и агрегации гладкого эндоплазматического ретикулума. Было показано, что пациентки с высоким уровнем АМГ имеют более высокую вероятность получить ооциты хорошего качества, чем пациентки с низким уровнем этого гормона. Уровни базального ФСГ не определяли качество ооцитов. В то же время частота оплодотворения и развитие эмбрионов до стадии бластоцисты не зависели от уровня АМГ (17).

Группа американских исследователей изучала влияние измерения уровня АМГ у пациенток старшей возрастной группы, проходящих лечение методом ЭКО. Пациентки 37 лет и старше были разделены на 3 группы. В первую вошли женщины, у которых цикл стимуляции яичников был отменен из-за неудовлетворительного ответа. Во вторую вошли пациентки, у которых были получены ооциты в результате стимуляции. В третью группу вошли пациентки. Которым было отказано в лечении из-за высокого уровня базального ФСГ (более 15 мЕд/Л). Выяснилось, что уровень АМГ был статистически выше у пациенток с полученными ооцитами (1,1 + 0,2 нг/мл) и фактически не различался у пациенток с плохим ответом на стимуляцию яичников (0,20 + 0,03 нг/мл) и теми у которых наблюдался высокий уровень ФСГ (0,15 + 0,07 нг/мл). Другие клинические показатели, такие как возраст, базальные уровни ФСГ, ЛГ и эстрадиола не различались в трех группах (47).

Согласно данным британских исследователей уровень АМГ является значимым прогностическим фактором не только для отсутствия ответа на овариальную стимуляцию, но и для чрезмерного ответа на препараты ФСГ. Более того, было показано, что АМГ может предсказывать вероятность рождения живого ребенка после лечения методом ЭКО. Авторы подчеркивают, что измерение уровня АМГ может помочь в подборе индивидуальной дозы ФСГ при стимуляции суперовуляции (50).

Австралийские исследователи показали, что у пациенток с низким уровнем АМГ (менее 2 нг/мл) наблюдалась более низкая частота оплодотворения ооцитов, чем у женщин с высоким уровнем этого гормона, причем вне зависимости от способа оплодотворения - стандартного ЭКО или интрацитоплазматической инъекции сперматозоида в яйцеклетку. У пациенток с низким уровнем АМГ наблюдалось меньшее число полученных ооцитов, меньшее число полученных эмбрионов и более высокая частота выкидышей в сроке до 12 недель, что в общем приводило к тому, что частота беременности на сроке более 12 недель была в два раза выше у пациенток с высоким уровнем АМГ (выше 2 нг/мл), чем у пациенток с низким уровнем гормона (40). Kwee J. et al. сравнили однократное измерение уровня АМГ с определением овариального резерва с помощью гормональных тестов с нагрузкой (теста с нагрузкой кломифенцитратом - (ТНКЦ) и тестом с нагрузкой экзогенным ФСГ- (ТЭФСГ)). Несмотря на то, что ТНКЦ и ТЭФСГ, были лучшими показателями для предсказания вероятности беременности после процедуры ЭКО, авторы считают одиночное определение АМГ наиболее применимым методом оценки овариального резерва в клинической практике (33).

Nardo L. et al. изучали клиническое значение измерения уровня АМГ по сравнению с базальным уровнем

ФСГ и числом антральных фолликулов. Авторы делают вывод, что измерение уровня АМГ может помочь как в прогнозе плохого ответа на овариальную стимуляцию, так и чрезмерного ответа, что делает измерение данного гормона привлекательным в плане индивидуального планирования лечения в программе ЭКО. Число антральных фолликулов и базальный уровень ФСГ не обладают схожей с АМГ клинической значимостью (48).

Fraisse T. et al. описали 2 случая спонтанной беременности у женщин 29 лет и 41 года со вторичным бесплодием и уровнем АМГ не определяемым стандартными методиками - менее 0,4 нг/мл (24). Эти данные говорят о необходимости разработки более чувствительных методов определения АМГ и изучении более тонких механизмов фолликулогенеза. Однако строить клинические рекомендации для программ ЭКО на двух наблюдениях спонтанных беременностей не стоит, так как у пациенток с крайне низкими уровнями АМГ наблюдается крайне низкая частота наступления беременности как при применении стимуляции с высокими стартовыми дозами ФСГ, так и при использовании модифицированного естественного цикла (51).

Nelson S. et al. использовали уровень АМГ, как фактор, определяющий выбор схемы для стимуляции в ЭКО. У пациенток с низким уровнем АМГ (от 0,14 до 0,7 нг/мл) была применена схема овариальной стимуляции с применением антагонистов и высоких стартовых доз ФСГ (300 мЕд). У этой группы пациенток частота отмены цикла из-за отсутствия ответа на стимуляцию составила 8,2% и частота наступления беременности на начатый цикл - 14,7%. У пациенток с уровнем АМГ от 0,7 до 2,1 нг/мл был применен длинный протокол с применением препаратов агонистов люлиберина и ежедневной дозой ФСГ 225 - 300 мЕд. В этой группе пациенток не было отмечено случаев плохого ответа на овариальную стимуляцию и синдрома гиперстимуляции яичников (СГЯ) и частота наступления беременности на начатый цикл составила 32,9%. В группе пациенток с уровнем АМГ более 2,1 нг/мл применялся протокол с антагонистами и дозой ФСГ 150 мЕ в день. В данной группе пациенток у двух (6%) наблюдался плохой ответ на овариальную стимуляцию, однако не было отмечено случаев СГЯ. Частота наступления беременности на начатый цикл составила 61,7%. Авторы делают вывод о большом клиническом значении определения уровня АМГ в плане индивидуального ведения пациенток и уменьшении вероятности таких осложнений как плохой ответ на стимуляцию яичников и СГЯ. Для пациенток с высокими рисками уменьшенного и чрезмерного ответа на стимуляцию авторы предлагают использовать схемы с антагонистами люлиберина и высокими или низкими начальными дозами ФСГ (51).

АМГ и синдром гиперстимуляции яичников

Уровень АМГ может быть важным прогностическим фактором, определяющим вероятность развития такого грозного осложнения овариальной стимуляции, как СГЯ. Было показано, что у пациенток с уровнем АМГ выше 7 нг/мл отмечается крайне высокая частота СГЯ и именно у этой группы пациенток возникает необходимость прекращать стимуляцию или замораживать все эмбрионы в виду развития СГЯ тяжелой степени (34). Lee T. et al. определили, что пороговым значением для риска развития СГЯ является уровень АМГ выше 3,36 нг/мл. При включении в логистический регрессионный анализ выяснилось, что уровень АМГ может предсказывать возможность развития СГЯ более достоверно, чем возраст пациентки и росто-весовой индекс. Уровень эстрадиола на день назначения овуляторной дозы ХГЧ тоже имеет клиническое назначение, но имеет ограниченное значение в плане профилактики данного осложнения (39). Измерение АМГ может служить важным фактором в подборе дозы ФСГ у пациенток с риском СГЯ.

АМГ и синдром поликистозных яичников (СПКЯ)

Современные международные диагностические критерии включают в себя следующие признаки: во-первых, наличие ановуляции, которая выражается в олигоменореи или аменореи, во-вторых, в признаках гиперандрогении яичникового генеза, которая выражается клинически (наличие гирсутизма) или по изменению биохимических показателей (повышение уровней андрогенов) и, в-третьих, в морфологических признаках мульфолликулярных яичников (определяется при ультразвуковом исследовании). Наличие двух из этих трех признаков является современным диагностическим критерием СПКЯ (68). Согласно современным представлением о патогенезе этого синдрома, причиной его является нарушение резистентности к инсулину, что сопровождается повышенным выделением клетками теки и гранулезы растущих фолликулов андрогенов, что в свою вызывает остановку роста фолликулов на стадии, предшествующей селекции доминантного, 4 - 10 мм в диметре. Недавно была предложена теория, объясняющая сочетание инсулинрезистентности и гиперандрогении. Активация в серин киназной системе приводит к фосфориляции рецептора к инсулину и инактивации субстрата инсулинового рецептора - 1 (IRS-1), которая в свою очередь ведет к резистентности к действию этого гормона. Одновременно активация этой же киназной системы приводит к фосфорилированию цитохрома P450c17, которая ведет к гиперандрогении (7).

Многие исследования показывают, что при СПКЯ уровень АМГ в крови повышен в 2-3 раза (12,54). Также показано, что уровень АМГ в крови имеет положительно корреляцию с такими гормональными маркерами наличия СПКЯ, как уровни тестостерона, андростендиона и число антральных фолликулов (54). Более того, было показано, что у пациенток с СПКЯ измерение уровня АМГ может заменить ультразвуковой подсчет числа фолликулов. Это важно у тех пациенток, у которых сложно произвести ультразвуковое обследование яичников, например при ожирении (53). Стоит отметить, что увеличение продукции АМГ яичниками при СПКЯ вызвано не только увеличением числа фолликулов, вырабатывающих АМГ, но и увеличением выработки АМГ гранулезой этих фолликулов(52). Более того, увеличение в уровне АМГ наблюдается у пациенток с СПКЯ до наступления менархе, а также у дочерей пациенток с этим синдромом (13,61). Также измерение уровня АМГ у пациенток старшей возрастной группы, помогло разобраться с таким феноменом, как наступление поздней менопаузы у пациенток с СПКЯ. Действительно у таких женщин менопауза наступает позже на 1-2 года, чем в среднем по популяции и уровни АМГ выше, чем в контрольной группе здоровых женщин. Все это говорит о большой роли АМГ в патогенезе этого синдрома (55).

Причина, по которой при СПКЯ фолликулы остаются на стадии предшествующей селекции доминантного, остается неизвестной, и по этой причине трудно судить, является ли повышенный уровень АМГ продуктом остановки роста фолликулов или это повышение играет самостоятельную патогенетическую роль. В любом случае повышенный уровень АМГ блокирует ароматазу и препятствует дальнейшему росту продукции гранулезой эстрадиола (12).Исследования показали, что на клетках гранулезы фолликулов, полученных у пациенток с СПКЯ наблюдается повышенное число рецепторов к ФСГ и андрогенам, а также повышенная экспрессия уровня мРНК АМГ и соответственно повышенная продукция этого гормона. Более того, наблюдается феномен уменьшения продукции АМГ в ответ на добавление ФСГ и увеличение продукции этого гормона в ответ на добавление ЛГ. Уровень выделения АМГ клетками гранулезы, полученной от здоровых пациенток, не менялся в ответ на добавление в культуру ФСГ или ЛГ (9,52). Все это говорит о повреждении в секреции АМГ у пациенток с СПКЯ. Вероятно, высокий уровень АМГ в фолликулах пациенток с СПКЯ определяет резистентность к ФСГ. Дальнейшее подтверждение этого предположения нашло подтверждение в работе Бебия З.Н. с соавт., которые обнаружили, что при иммуногистохимической оценке содержания АМГ в гранулезных клетках больших антральных фолликулов полученных у пациенток с СПКЯ отмечается интенсивное окрашивание. В то же время у пациенток контрольной группы не наблюдалось окрашивания клеток гранулезы больших антральных фолликулов (2). Stubbs S. et al. исследовали ранние стадии роста фолликулов у пациенток с СПКЯ с помощью иммуногистохимического анализа. Было обнаружено парадоксально меньшее число АМГ-позитивных клеток гранулезы в примордиальных и первичных фолликулах у пациенток с СПКЯ, по сравнению с яичниками здоровых женщин. Авторы делают вывод о вовлеченности в процесс формирования СПКЯ самых ранних этапов роста фолликулов (65).

При анализе клеток гранулезы, полученной из фолликулярной жидкости, программе ЭКО, у пациенток с СПКЯ и у пациенток с трубно-перитонеальным фактором, выяснилось, что у пациенток с СПКЯ наблюдается более высокий уровень экспрессии АМГ и рецептора к ФСГ, как в фолликулах большого размера (17-22 мм в диаметре), так и малого (8-13 мм в диаметре). Также в гранулезе, полученной из фолликулов малого размера, у пациенток с СПКЯ наблюдалась повышенная экспрессия рецепторов к АМГ второго типа (AMH-RII) и к андрогенам, по сравнению с пациентками со здоровыми яичниками. Все это говорит о том, что высокий уровень АМГ может играть одну из ключевых ролей в патогенезе СПКЯ (9). Также имеется сообщение о повышенном содержании АМГ в фолликулярной жидкости и сыворотки крови у пациенток с этим синдромом по сравнению с пациентками со здоровыми яичниками, 7,01 ± 1,52 и 1,65 ± 0.23 нг/мл и 2.,7 ± 0,52 и 0,92 ± 0,19 нг/мл, соответственно (18). Высокий уровень АМГ в фолликулярной жидкости, и часто наблюдаемее плохое качество ооцитов у пациенток с СПКЯ, ставит вопрос о возможном действии АМГ как ингибитора мейоза в ооците (1,66). Однако дальнейшие исследования на животной модели показали, что АМГ не ингибирует процесс мейоза в ооцитах (69). Однако необходимые дальнейшие исследования этого механизма у человека (42).

Интересно отметить, что к фенотипу, характерному для СПКЯ могут приводить различные мутации в генах рецепторов к андрогенам, инсулину, к ЛГ и ФСГ (22,25,56,60). Недавно был обнаружен полиморфизм в гене к АМГ первого типа, который был ассоциирован с уровнем АМГ у пациенток с СПКЯ. Дальнейшие исследования должны показать, как эти изменения в рецепторе к АМГ могут влиять на резистентность к ФСГ, наблюдаемую у пациенток с СПКЯ (32).

Гипоталамическая аменорея и АМГ

Группа итальянских и израильских исследователей изучала уровни АМГ у пациенток с вторичной аменорей и у здоровых женщин. Пациентки с аменореей были отобраны по трем диагнозам: ПИЯ, функциональная гипоталамическая аменорея и СПКЯ. Было обнаружено, что у пациенток с ПИЯ уровень АМГ не определялся или был крайне низким, у пациенток с функциональной гипоталамической аменорей средний уровень АМГ составлял 3,9 + 1,5 нг/мл, у пациенток с СПКЯ 7,4 + 1,7 нг/мл и у здоровых женщин из контрольной группы 3,5 + 1,5 нг/мл. Эти данные показывают, что у пациенток с функциональной гипоталамической аменорей измерение АМГ дает представление о состоянии яичников, что может позволить произвести более точный дифференциальный диагноз при аменореи (35).

Роль АМГ в диагностике преждевременного истощения яичников (ПИЯ)

Преждевременное истощение яичников (ПИЯ) или по новой классификации, первичная яичниковая недостаточность (ПЯН), это гетерогенное состояние, которое характеризуется аменореей и менопаузальным уровнем ФСГ у женщин до 40 лет (49). В последние годы АМГ был предложен как показатель наличия фолликулов у пациенток с ПИЯ. Massin N. et al. измерили уровень АМГ, и сравнили его с данными биопсии яичников у 48 пациенток с ПИЯ и нормальным кариотипом. Выяснилось, что уровень АМГ был значительно выше у женщин, у которых при биопсии было обнаружено более 5 фолликулов. При иммуногистохимическом исследовании экспрессии АМГ клетками гранулезы фолликулов было обнаружено, что у пациенток с ПИЯ уровень выделения АМГ преантральными фолликулами находится в пределах нормы, однако в антральных фолликулах он снижен (43). Авторы делают вывод о важности измерения АМГ, как маркера наличия персистирующих фолликулов у пациенток с ПИЯ (44).

Также АМГ был предложен как перспективный показатель сохранности овариального резерва у пациенток, перенесших лечение онкозаболеваний в молодом возрасте. Bath L. et al. выяснили, что уровень АМГ значительно снижен, а базальный уровень ФСГ повышен у молодых пациенток перенесших лучевую и химиотерапию в детстве (6). Преимуществом измерения АМГ является то, что его можно измерять у пациенток с нерегулярным циклом во время приема КОК. Также уровень АМГ был измерен у молодых пациенток перенесших несколько циклов химиотерапии по поводу лимфагранулематоза. Выяснилось, что АМГ является лучшим показателем сохранности овариального резерва, чем базальные уровни ФСГ и ингибина В. Более того он является наиболее значимым маркером возникновения ПИЯ после лечения лимфогранулематоза (70).

АМГ и нервная анорексия

Нервная анорексия - это серьезное заболевание, которое заключается в частичном или полном отказе от пищи, что приводит к резкому уменьшению веса тела, нарушениям в эндокринной системе и к аменореи. Несмотря на то, что большой части пациенток удается с помощью психотропных препаратов и психологического воздействия вернуть к полноценному питанию, аменорея и нарушения менструального цикла могут наблюдаться в течение многих лет, после того как вес пришел в норму. Van Elburg A. et al. изучили значение измерения уровней АМГ, лептина, эстрадиола, ингибина В, ФСГ на вероятность восстановления функции яичников у пациенток с перенесенной нервной анорексией. Было обнаружено, что уровни АМГ, ингибина В и ФСГ независимо друг от друга могут определять вероятность восстановления функции яичников (72).

АМГ и эндометриоз

Недавно была опубликована работа, в которой были сравнены уровни АМГ у пациенток с малыми формами эндометриоза (первой и второй стадией по классификации американского общества репродуктивной медицины) и пациенток с трубным фактором бесплодия. Было обнаружено, что пациентки с эндометриозом имеют меньший уровень АМГ, 1,26 + 0,7 нг/мл по сравнению с 2,02 + 0,72 нг/мл у пациенток с трубным фактором, P=0,004. При анализе размеров фолликулов, которые могут продуцировать АМГ было обнаружено, что у пациенток с эндометриозом имеется большая, чем в контрольной группе гетерогенность в этой группе фолликулов и они в среднем имеют больший размер (41). Дальнейшие исследования должны показать не имеется ли дефект в секреции АМГ у пациенток с эндометриозом.

АМГ и гранулезо-клеточные опухоли

АМГ может быть маркером гранулезо-клеточных опухолей (ГКО) яичников. АМГ повышен от 76 до 93% пациенток с ГКО. Уровень этого гормона у этих пациенток в среднем составляет 190,3 нг/мл (от 2 до1124 нг/мл) (38). АМГ может служить маркером эффективности хирургического лечения и химиотерапии у пациенток с ГКО (37).

Влияние лекарственных препаратов на уровень АМГ

Somunkiran A. et al. изучили влияние комбинированных оральных контрацептивов (КОК) на уровень АМГ у пациенток с СПКЯ и здоровых женщин. Было определено, что после 6 месяцев применения КОК, уровень АМГ не менялся, тогда как объем яичников, общее число фолликулов, уровни ФСГ, ЛГ, эстрадиола и тестостерона уменьшались статистически достоверно (62) Динамика изменений гормональных и ультразвуковых показателей была идентична у пациенток с СПКЯ и здоровых женщин.

Назначение метформина (в среднем 1500 мг в день) в течение 6 месяцев пациенткам с СПКЯ приводило к статистически значимому снижению АМГ, с 12,2 + 2,1 нг/мл до 11,4 + 2,2 нг/мл, соответственно, P < 0,01). Также снижались объем яичников и число фолликулов (55).

Jayaprakasan K. et al. изучали влияние десенситизации гипофиза препаратами агониста люлиберина в программе ЭКО на такие показатели овариального резерва как уровень АМГ, ингибина В, ФСГ, ЛГ, эстрадиола и числа антральных фолликулов, подсчитанных с помощью трехмерного ультразвукового исследования. Указанные показатели были измерены на 2-3 дни менструального цикла и были сравнены с теми параметрами, что были получены после двух недель назначения агонистов люлиберина. Было показано, что уровень АМГ повысился на 32% (P < 0.01), тогда как уровни ингибина В, эстрадиола, ФСГ и ЛГ понизились на 40-50% (P < 0.01). Объем яичников уменьшился, тогда как число антральных фолликулов осталось неизменным. Авторы делают вывод, что десенситизация гипофиза позволяет получать большое число фолликулов способных отвечать на овариальную стимуляцию, показателем чего служит увеличение уровня АМГ(29).

Mohamed K. et al. исследовали влияние длительного воздействия агонистов люлиберина (4 и 8 недель применения депонированного агониста гозерелина) на уровень АМГ, ФСГ и ЛГ у пациенток с эндометриозом. Выяснилось, что уровни ФСГ и ЛГ снизились в среднем на 50% и 200-290 % (Р<0,01), соответственно, тогда как уровень АМГ не изменился. Авторы делают вывод, что длительное применение препаратов агонистов люлиберина не меняет числа антральных фолликулов (45).

После достижения десенситизации назначение препаратов мочевого или рекомбинантного ФСГ вызывает значительное снижение уровня АМГ. Было показано, что снижение уровня АМГ происходило постоянно во время стимуляции, и на день назначения овуляторной дозы ХГЧ составило 44% от дня начала стимуляции (1,21 + 0,11 и 0,53 + 0,06, соответственно, P < 0,001). Падение уровня АМГ происходило параллельно уменьшению числа антральных фолликулов менее 12 мм в диаметре и увеличению числа большего размера и концентраций в крови эстрадиола, ингибина В, прогестерона и тестостерона. Все это говорит о резком снижении во время овариальной стимуляции фолликулов которые способны вырабатывать АМГ в связи с их переходом в число быстрорастущих предовуляторных фолликулов (19).

Динамика уровня АМГ в лютеиновую фазу цикла в протоколе стимуляции ЭКО была изучена группой французских исследователей. Выяснилось, что по сравнению с днем назначения ХГЧ на четвертый день уровень АМГ падает в среднем на 64%, после чего повышается на 82% на восьмой день после назначения овуляторной дозы ХГЧ. Динамика падения и подъема АМГ совпадала по динамике с эстрадиолом, тогда как уровень прогестерона постепенно повышался с дня назначения ХГЧ до восьмого дня (21).

Падение уровня АМГ от дня назначения ХГЧ до четвертого дня можно объяснить процессами лютеинизации фолликулов с и резким снижением продукции этого гормона клетками желтых тел. Дальнейший подъем АМГ в середине лютеиновой фазы, вероятно, связан с процессом дальнейшего фолликулогенеза и формированием пула антральных фолликулов, из которого в следующем цикле будет выбираться доминантный (3,23).

Заключение

АМГ является одним из наиболее значимых регуляторов репродуктивной функции женщины, который отражает рост фолликулов от примордиального пула до стадии больших антральных. Появившаяся в последние годы возможность измерять уровень этого гормона в крови позволила по новому взглянуть на диагностику овариального резерва, СПКЯ, ПИЯ, гипоталамической аменореи, нервной анорексии, гранулезо - клеточных опухолей яичников. Кроме высокой точности в определении овариального резерва, АМГ может быть привлекательным, так как уровень этого гормона может быть измерен в любой день менструального цикла и при приеме КОК. Можно выразить уверенность, что изменение уровня АМГ войдет а ежедневную практику гинекологе - эндокринолога.http://myivf.spb.ru/stati/rolantimyullerovagormonaamgvnormeiprirazlichnihginekologicheskihzabolevaniyah.html

Применение препарата «Дюфастон» в период после переноса эмбрионов в программе экстракорпорального оплодотворения Проблема невынашивания беременности является актуальной в современном акушерстве. Частота этой патологии в популяции колеблется от 10% до 20–25%, а в группе беременных после экстракорпорального оплодотворения и переноса эмбрионов (ЭКО и ПЭ) Применение препарата «Дюфастон» в период после переноса эмбрионов в программе экстракорпорального оплодотворения Проблема невынашивания беременности является актуальной в современном акушерстве. Частота этой патологии в популяции колеблется от 10% до 20–25%, а в группе беременных после экстракорпорального оплодотворения и переноса эмбрионов (ЭКО и ПЭ) достигает 30% [2]. Поскольку одной из основных причин невынашивания в 1 триместре беременности после ЭКО является недостаточность желтого тела, обусловленная длительной десенситизацией гипофиза, пониженной выработкой прогестерона зернистыми клетками, а также аспирацией части их во время пункции фолликулов, целесообразность назначения препаратов прогестерона после переноса эмбрионов не вызывает сомнения [1]. Для успешной имплантации эмбриона необходимо согласование во времени готовности эндометрия к имплантации с развитием эмбриона (так называемое «имплантационное окно»). Принципиальную роль в подготовке слизистой оболочки матки к имплантации играет прогестерон. Обнаружено, что в циклах индуцируемой овуляции нередко происходит асинхронное по отношению к овуляции созревание эндометриальных желез и стромы [5,6,9]. В циклах стимуляции в рамках программы ЭКО и ПЭ Bourgain и соавторы [6] обнаружили своевременное созревание эндометрия только у 50% пациенток. Появляется все большее количество данных в пользу того, что иммуномодулирующее действие гормонов имеет важное значение для поддержания нормальной функции эндометрия. Результаты некоторых последних исследований с очевидностью свидетельствуют об иммунологической роли прогестерона и дидрогестерона в поддержании беременности, осуществляемой ими посредством стимулирования продукции блокирующего фактора, индуцируемого прогестероном (БФИП) [7,8,9,10]. Общепризнано, что для нормального исхода беременности иммунная система женщины должна распознать ее. При нормально протекающей беременности в лимфоцитах периферической крови присутствуют рецепторы прогестерона, причем доля клеток, содержащих такие рецепторы, увеличивается по мере увеличения срока гестации. В случае угрозы прерывания беременности доля клеток, содержащих рецепторы прогестерона, существенно ниже, чем у здоровых женщин, находящихся на том же сроке беременности. Ряд ученых полагает, что увеличение числа рецепторов прогестерона при беременности может быть вызвано присутствием эмбриона, который выступает в роли хорионического аллоантигенного (чужеродного) стимулятора [8,10]. Профессору Сикерес–Барто [10] удалось показать, что дидрогестерон, подобно прогестерону, индуцирует продукцию БФИП в лимфоцитах беременных женщин, при этом эффект пропорционален принятой дозе лекарства. При этом БФИП оказывает влияние на баланс цитокинов, в результате чего продукция цитокинов Th1 снижается. Это, в свою очередь, ведет к снижению активности естественных киллерных клеток (ЕКК) и обеспечивает нормальный исход беременности. При блокаде рецепторов прогестерона БФИП не вырабатывается и, как следствие, увеличивается концентрация цитокинов Th1 (Т–хелперов). Это способствует повышению активности ЕКК и абортам. С другой стороны, при наличии свободных рецепторов прогестерона и нормальной выработке БФИП нейтрализация эффекта БФИП антителами также ведет к преобладанию цитокинов Th1, усилению клеточного иммунного ответа и повышению активности ЕКК, что также способствует абортам [10]. Исходя из вышесказанного поддержка второй фазы препаратами прогестерона (масляный раствор прогестерона, Дофастон и т.д.), по мнению многих авторов, должна быть рутинной процедурой, поскольку увеличивает процент имплантации при проведении программы ЭКО и ПЭ. Предполагается, что лекарственные средства, применяемые для поддержания второй фазы, должны характеризоваться высокой гестагенной и низкой андрогенной активностью. Прогестерон в кристаллической форме не абсорбируется при пероральном введении. Его применение требует, ввиду короткого периода полураспада, введения ежедневно масляных внутримышечных инъекций. Однако в связи с тем, что длительное применение инъекций масляного раствора прогестерона сопряжено с дискомфортом и риском развития известных осложнений в виде образования олеом и постинъекционных абсцессов, на повестку дня встал вопрос о возможности применения в программах вспомогательной репродукции неинъекционых аналогов прогестерона [1]. При применении микронизированного прогестерона для того, чтобы вызвать достаточные секреторные изменения в эндометрии, суточная доза препарата должна составлять в среднем 600 мг в сутки. В таком случае в кишечнике и печени образуются значительные количества промежуточных метаболитов, которые могут оказывать побочное действие в виде седации. Более предпочтительным путем применения микронизированного прогестерона в стимулируемых циклах является интравагинальное его введение. Данная форма введения не всегда удобна и приемлема для пациенток. Другой группой прогестагенов, которые могут быть использованы для поддержки лютеиновой фазы у пациенток, подвергшихся лечению бесплодия методом ЭКО, являются ретропрогестероны. В наиболее часто применяемом ретропрогестероне – дидрогестероне (Дюфастон) метильная групппа в позиции 10 расположена в позиции a (а в прогестероне – в позиции b), водород при углероде 9 находится в позиции b, кроме того, между углеводами 6 и 7 имеет место двойная связь. Изменение конфигурации молекулы приводит к тому, что Дюфастон легко абсорбируется при пероральном введении. Дидрогестерон в дозе 20–30 мг вызывает в эндометрии полноценную фазу секреции. Исследования, проведенные на животных, подтверждают высокую способность дидрогестерона поддерживать беременность. Таким образом, Дюфастон является сильнодействующим гестагеном, эффективным при приеме внутрь, который по своей молекулярной структуре и фармакологическому действию близок к эндогенному прогестерону и вследствие этого обладает высокой афинностью (сродством) к рецепторам прогестерона. В отличие от многих прогестагенов он не является производным тестостерона, его структура отличается от структуры большинства синтетических прогестагенов вследствие чего не вызывает ни одного из побочных эффектов, характерных для большинства прогестагенов. Преимуществами химической структуры дидрогестерона является более высокая биодоступность препарата после перорального применения и отсутствие метаболитов с андрогенной или эстрогенной активностью. В отличие от других синтетических прогестагенов Дюфастон: – не вызывает феминизации плода мужского пола и не оказывает побочного действия на функции печени и свертываемость крови; – не вызывает таких проявлений, как угревые высыпания, огрубение голоса, гирсутизм и маскулинизации половых органов плода женского пола; – также не вызывает метаболических эффектов, например, изменения липидного спектра крови и концентрации глюкозы; – не влияет на активность гипофизарно–яичниковой системы и не вызывает атрофии надпочечников. Дюфастон хорошо всасывается после введения внутрь. Основным метаболитом является 20a–дигидроксидидрогестерон, который также обладает прогестагеновой активностью [3]. Belaisch–Allart с соавт. [4] опубликовали результаты рандомизированного исследования с двойным слепым контролем, в котором сравнивали эффекты препарата Дюфастон (125 переносов эмбрионов) и плацебо (133 переноса эмбрионов). Частота достижения беременности составила 21,6% при применении Дюфастона и 15% при применении плацебо. Однако поскольку данные не были достоверны из–за малого числа пациенток, можно рассматривать их, как тенденцию к увеличению эффективности программы ЭКО и ПЭ на фоне приема препарата Дюфастон. Для получения достоверных данных группа пациенток должна составлять, как минимум, 1500 женщин. Высокая безопасность Дюфастона, подтвержденная многолетним опытом его применения, особенно отсутствие тератогенного действия, позволяет уверенно применять препарат в качестве гормональной поддержки в период после переноса эмбрионов в рамках программы ЭКО и ПЭ. Кроме того, по сравнению с микронизированным прогестероном дидрогестерон не обладает седативным действием. Дюфастон является оптическим изомером прогестерона и благодаря изменению конфигурации молекулы легко абсорбируется при пероральном введении. Его применение не сопровождается ни андрогенным, ни антиандрогенным эффектом на плод, а также на процесс дифференцировки пола. Метаболизм данного препарата не приводит к отрицательному воздействию на желудочно–кишечный тракт, поэтому обоснована возможность более длительного его применения при беременности (до 20 нед). Назначается Дюфастон со дня трансвагинальной пункции яичников или со дня переноса эмбрионов в дозе 30–60 мг в сутки до 12 недель беременности. По показаниям (при угрозе прерывания беременности) возможно применение Дюфастона до 20 недель беременности. В случае отсутствия риска развития синдрома гиперстимуляции яичников возможно параллельное применение препаратов хорионического гонадотропина по следующей схеме: в день переноса эмбрионов 5 тыс. ед., а далее по 1,5 тыс. ед. на 3–й, 6–й и 10–й дни после переноса эмбрионов. Таким образом, препарат Дюфастон обеспечивает адекватную подготовку эндометрия для успешной имплантации эмбриона и гормональную поддержку беременности в I триместре при снижении или отсутствии его эндогенного синтеза. Литература: 1. Аньшина М.Б., Исакова Э.В. Опыт применения Дюфастона в программе ЭКО. Пробл. репрод. – 2000. – №2. – стр. 33–34. 2. Аржанова О.Н., Жаворонкова Н.В., Пайкачева Ю.М. Невынашивание беременности после экстракорпорального оплодотворения (ЭКО). Акуальные вопросы физиологии и патологии репродуктивной функции женщины. Мат. XXV науч. Сессии НИИ акуш. и гин. Под ред. Э.К. Айламазяна. – Ст–Петербург. – 1996–1997. – стр. 17–19. 3. Справочник Видаль. Лекарственные препараты в России – М. – 2000. – стр. 545–546. 4. Belaisch–Allart J., Mouzon J. de, Lapousterle C. The effect of HCG supplementation after combined GnRH agonist / HMG treatment in an IVF programme. – Hum. Reprod., – 1990., – vol. 5., – № 5., – pp.163–166. 5. Ben Nun I., Jaffe R., Fejgin MD et al. Therapeutic maturation of endometrium in vitro fertilisation and embrio transfer. Fertil. Steril 1992; 57: 953–62. 6. Bourgain C., Smitz J., Camus M. Et al. Human endometrial maturation is markedly improved after luteal supplementation of gonadotrophin–releasing hormone analoguei human menopausal gonadotrophin stimulated cycles. 1994; 9: 32–40. 7. El–Zibdeh M.Y. Randomized clinical trial the effecacy of dydrogesteron, human chorionic Gonadotropin or no treatment in the reduction of spontaneous abortion. Gynecological endocrinology. The 9th World Congress of Gynecological endocrinology. Hong Kong, December 2–5, 2001. 8. Raghupathy R., Makhseed M. Progesteron– receptor immunomodulation and anti–abortive effects. Gynecological endocrinology. The 9th World Congress of Gynecological endocrinology. Hong Kong, December 2–5, 2001. 9. Segal S., Casper R.F. Progesteron supplementation increases luteal phase endometrial thickness and estradiol levels in–vitro fertilization. Hum. Reprod 1992; 7: 1210–3. 10. Szekeres–Bartho J. Progesteron–mediated immunomodulation and anti–abortive effects. The role of the progesterone–induced blocking factor. Gynecological endocrinology. The 9th World Congress of Gynecological endocrinology. Hong Kong, December 2–5, 2001. К.м.н. Л.Б. Киндарова, д.м.н. Л.Н. Кузьмичев Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии РАМН, Москва Источник: Русский медицинский журнал(http://www.medica-mente.ru/besplodie/85-2009-09-17-04-55-53/549-2009-09-01-08-41-38)

с использованием программ вспомогательных репродуктивных технологий не всегда удовлетворяет врачей и пациентов. В среднем частота наступления беременности в цикле экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) составляет 30-35%. В связи с чем активно ведутся исследования возможных причин отрицательного исхода лечения бесплодия этим методом , а также не прекращаются попытки поиска различных маркеров, которые позволили бы улучшить результаты проведения ЭКО. Известно, что имплантационный потенциал эмбрионов зависит не только от качества полученных ооцитов, но и от состояния эндометрия на день переноса. Поэтому очень важным при проведении программы ЭКО является, с одной стороны, получение адекватного количества ооцитов и эмбрионов приемлемого качества, а с другой - подготовленность эндометрия к имплантации. Конечно же, количество ооцитов и их качество зависят от возраста пациентки, овариального резерва, схемы стимуляции, своевременного назначения трансвагинальной пункции. До начала широкого применения агонистов и антагонистов ГнРГ одним из осложнений стимуляции суперовуляции была преждевременная овуляция. В настоящее время преждевременная овуляция встречается довольно редко, однако при недостаточной десенситизации гипофиза может быть такое явление, как преждевременная лютеинизация, вызывающая трансформацию эндометрия, тем самым снижая вероятность имплантации. Известно, что косвенным маркером преждевременной лютеинизации является повышение уровня прогестерона. Пункцию фолликулов принято назначать при достижении лидирующими фолликулами диаметра 17-20 мм. Однако в последнее время обсуждается своевременность назначения пункции фолликулов с учетом не только размер лидирующих фолликулов, но и состояния эндометрия. Изучению роли уровня прогестерона в день назначения овуляторной дозы хронического гонадотропина (ХГ) посвящен ряд исследований. Так,E. Bosch и соавт. [3-5] показано, что уровень прогестерона выше 1,5 нг/мл ассоциируется с более низкой частотой наступления беременности. Согласно результатам метаанализа, проведенного С. Venetis и соавт. [10], повышение концентрации прогестерона в фолликулярную фазу перед введением ХГ не является клинически значимым. По данным F. Azemи соавт. [2], качество эмбрионов не зависит от концентрации прогестерона, однако высокий уровень прогестерона негативно влияет на имплантацию и частоту наступления беременности. Такие же данные были получены и в других исследованиях [6, 9]. Основной причиной негативного влияния высокого уровня прогестерона на эффективность ЭКО авторы [1, 7, 8, 11] считают феномен преждевременной трансформации эндометрия. Еще в прошлом столетии было доказано, чтоФСГ действует на зернистые клетки яичника, способствуя делению клеток и биосинтезу стероидов путем превращения холестерина в прогестерон. Последующий метаболизм в андрогены требует вмешательства текаклеток под действием ЛГ. Помимо андрогенов, текаклетки также продуцируют значительные количества прогестерона и прегненолона. С помощью определения концентрации гормонов в яичниковой вене было показано, что секреция прогестерона увеличивается в раннюю и промежуточную фолликулярную фазу, что, однако, отражается на циркуляции периферического прогестерона только в позднюю фолликулярную фазу. Яичник, имеющий большое число растущих фолликулов и стимулированный высокими концентрациями ФСГ, будет продуцировать и больше прогестерона, чем один фолликул в середине нормальной фолликулярной фазы, когда концентрация ФСГ снижается. После введения аналога ГнРГ, подавляющего секрецию гонадотропина, действие ЛГ заключается в снижении уровня циркулирующего прогестерона путем его конверсии в андрогены, которые затем метаболизируются зернистыми клетками в эстрогены. Исследование образцов крови, забор которых проводился ежедневно в позднюю фолликулярную фазу (Andersen, 2006), при контролируемой стимуляции суперовуляции показало, что уровень циркулирующего прогестерона зависит от числа растущих фолликулов и концентрации ФСГ и ЛГ в периферической крови. Высокие концентрации прогестерона в фолликулярную фазу могут вызвать патологические изменения в эндометрии, что в итоге приводит к асинхронии между эмбрионом и эндометрием и снижает вероятность имплантации. Доказательства справедливости этой концепции были получены в масштабном рандомизированном исследовании (MERiT), в котором сравнивали менотропин, обладающий ЛГ-активностью, и рекомбинантный (р)ФСГ. У пациенток, получавших рФСГ, повышение уровня циркулирующего прогестерона наблюдалось в 2 раза чаще, чем у пациенток, получавших менотропин. В группе рФСГ у пациенток с повышенным уровнем прогестерона частота имплантации была значительно ниже, чем у пациенток с нормальными значениями этого гормона. Последнее свидетельствует о том, что повышение уровня прогестерона перед введением чХГ может иметь клинические последствия. В отечественной литературе мы не нашли сведений, посвященных этой теме, что и послужило побудительным мотивом для выполнения настоящей работы. Задачей исследования явилось изучение взаимосвязи уровня прогестерона в сыворотке крови в день введения овуляторной дозы ХГ и частоты наступления беременности в программе ЭКО.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

Проведен ретроспективный анализ результатов программы ЭКО у 82 пациенток (возраст 26-38 лет) с бесплодием. Все пациентки проходили лечение в цикле ЭКО с использованием стандартного длинного протокола с а-ГнРГ и гонадотропинами в отделении репродукции МОНИИАГ в период 2010-2011 гг. Индукцию суперовуляции проводили с использованием препаратов рФСГ (пурегон, гонал-Ф) и человеческого менопаузального гонадотропина (менопур) и начинали при достижении десенситизации гипофиза с применением а-ГнРГ (диферелин, «Бофур Ипсен», Франция). Во всех протоколах стимуляции на 6-8-й день введения гонадотропинов проводили ультразвуковое исследование, во время которого измеряли диаметр лидирующих фолликулов и оценивали их количество, далее ультразвуковой мониторинг проводилсяс интервалом 2-3 дня. При достижении лидирующим фолликулом диаметра 18-20 мм и толщине эндометрия 8-10 мм назначалась разрешающая овуляторная доза ХГ и через 34-36 ч выполнялась трансвагинальная пункция. Получение ооцитов, их инсеминация, культивирование и перенос эмбрионов, а также поддержка лютеиновой фазы препаратами прогестерона в посттрансферном периоде выполнялись по стандартным методикам. Перенос эмбрионов осуществлялся на 2-3-и сутки. В исследование были включены пациентки с трубно-перитонеальной формой бесплодия, наружным генитальным эндометриозом 1-2-й степени, мужским фактором. У всех пациенток перед проведением программы ЭКО определяли уровень гормонов в сыворотке крови. При этом значения ФСГ и ЛГ не превышали 8 и 10 МЕ/л соответственно. Из исследования были исключены пациентки с признаками снижения овариального резерва (ФСГ более 12 МЕ/л, антимюллеров гормон менее 1 нг/мл, ингибин В менее 40 пг/мл, число антральных фолликулов менее 3). У всех пациенток в день введения овуляторной дозы ХГ определяли уровень прогестерона в сыворотке крови. В зависимости от уровня прогестерона все пациентки были разделены на две группы: группа А - 42 пациентки с уровнем прогестерона в сыворотке крови <3,4 нмоль/л; группа Б - 40 пациенток с уровнем прогестерона в сыворотке крови >3,4 нмоль/л. На дотрансферном этапе ЭКО определяли следующие показатели: число полученных зрелых ооцитов и жизнеспособных эмбрионов, а также частоту оплодотворения и частоту дробления. В посттрансферном периоде оценивалась частота наступления беременности на стимулированный цикл и перенос эмбрионов при однократном ис-пользовании ЭКО.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Межгрупповое сравнение показало, что количество зрелых ооцитов было сопоставимо и составило: в группе А - 9,6±1,7 и в группе Б - 10,1±2,1. Также не было выявлено достоверных различий между группами по показателям частоты дробления (96,7% в группе А, 95,6% в группе Б) и частоты оплодотворения (71,3 и 71,8%) соответственно. Однако частота наступления беременности на перенос эмбрионов была выше в группе А - 42,8% (в группе Б - 35%; р<0,05). Также было отмечено, что в группе пациенток с высоким уровнем прогестерона была диагностирована одна неразвивающаяся беременность в сроке 6-7 нед. У пациенток с уровнем прогестерона <3,4 нмоль/л ранних репродуктивных потерь не было. Наблюдающаяся тенденция требует дальнейшего изучения.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, проведенное нами исследование не выявило достоверной разницы в количестве и качестве полученных ооцитов, частоте дробления и частоте оплодотворения в группах с уровнем прогестерона > и ≥3,4 нмоль/л. Однако в группе пациенток с уровнем прогестерона ≥3,4 нмоль/л наблюдалась большая частота наступления беременности по сравнению с группой с более высоким уровнем прогестерона (р<0,05). В связи с чем необходимо проведение более масштабных исследований по определению связи уровня прогестерона с частотой наступления беременности. Кроме того, на наш взгляд, необходимо определение «критического» уровня прогестерона для установления даты пункции фолликулов.

Способность к имплантации является одной из основных интегральных характеристик оценки качества эмбрионов в программе ЭКО. Показано, что наибольшая частота наступления имплантации и беременности наблюдается при переносе эмбрионов с ранним наступлением первого деления и быстрыми темпами дробления; имеющих более 7 бластомеров одинаковой формы и равного размера и наличием не более 15% цитоплазматических фрагментов на 3-й день наблюдения. Одним из важнейших критериев отбора эмбрионов для последующего переноса в полость матки является их способность к формированию бластоцисты. Перенос эмбриона в стадии бластоцисты позволяет увеличить частоту наступления беременности до 50-60% случаев на эмбриоперенос.

Недостаточность лютеиновой фазы (НЛФ) менструального цикла, по данным функциональной, ультразвуковой диагностики и определения уровня прогестерона, во вторую фазу менструального цикла диагностирована у 161 женщины. Из них функциональ ная гиперпролактинемия (ГП+НЛФ) без нарушения функции щитовидной железы выявлена у 57 пациенток, смешанная гиперандрогения (ГАГ+НЛФ) - у 30, сочетание гиперандрогении и гиперпролактинемии (ГАГ+ГП+НЛФ) - у 5. Наружный генитальный эндометриоз, в основном I-III степени тяжести в сочетании с НЛФ (ЭНД+НЛФ) диагностирован у 36 больных.

Отдельную группу составили 11 женщин с синдромом поликистозных яичников (СПКЯ) и хронической ановуляцией.

Для анализа отобраны лечебные циклы пар, у которых при двукратном исследовании эякулята полового партнера подтверждена нормоспермия.

Стимуляцию суперовуляции во всех лечебных циклах осуществляли с использованием препаратов а-ГнРГ (декапептил-дейли) в сочетании с чМГ (хумегон, меногон). В качестве индуктора овуляции использовали прегнил (10 000 МЕ). Начиная с 21-го дня менструального цикла, предшествующего стимуляции, с целью коррекции гормонального статуса и улучшения результатов лечения 15 пациенткам из группы ГАГ+ НЛФ назначали дексаметазон в дозе 0,5 мг 1 раз в сутки, до дня ультразвуковой диагностики беременности.

Дексаметазон достоверно увеличивал количество выношенных беременностей в группе ГАГ+НЛФ (p<0,05).

Как повысить шансы на успех программы ЭКО?

Средний процент успешно завершенных циклов экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) вычислить непросто. Вероятность беременности после ЭКО зависит прежде всего от диагноза пары. Разумеется, большое значение имеет оптимальность назначенного курса лечения бесплодия и уровень профессионализма врачей клиники ЭКО. Средний показатель успешных программ ЭКО составляет примерно 35-40%.

Существует несколько действенных методов повышения шансов на успех ЭКО, рекомендуемых репродуктологами.

Подсадка бластоцист. На сегодняшний момент большинство врачей склоняются к тому, что бластоциста (5-6-дневный эмбрион) является оптимальной для переноса формой зародыша. При лечении бесплодия методами вспомагательных репродуктивных технологий (ВРТ) частота успешной имплантации бластоцисты в матку составляет 50%, у трехдневных эмбрионов - 25%. Еще важным является то, на трехдневной стадии развития собственный геном эмбриона неактивен, зародыш развивается за счет яйцеклетки. Таким образом, если в геноме имеются отклонения - эмбрион остановится в развитии после переноса в матку. При подсадке бластоцисты этот «блок развития» зародыш преодолевает в пробирке, что повышает вероятность успешного развиваться в организме матери. По наблюдениям репродуктологов, в случае подсадки бластоцист внематочные беременности, выкидыши и замершие беременности случаются значительно реже. Однако не все клиники ЭКО могут предложить паре перенос бластоцист. Для осуществления такого переноса нужна «сильная» эмбриология, наличие особых сред для бластоцист и специальные катетеры для переноса.

Лазерный хэтчинг. На 6-7 день развития эмбрион прикрепляется к стенке матки. Для того, чтобы этот процесс прошел успешно, эмбрион сначала должен «вылупиться» из своей оболочки. В случае, когда оболочка слишком толстая либо у эмбриона недостаточно ферментов для ее расщепления, беременность не наступает. Замечено, что чем больше возраст женщины, тем толще и плотнее оболочка эмбриона, что приводит к более низкой вероятности вылупления эмбриона и прикрепления его к стенке матки. Для облегчения этого процесса и увеличения вероятности наступления беременности, используется вспомогательный хэтчинг. В современных клиниках ЭКО для хетчинга используются лазерные лучи, которые истончают оболочку, обусловливая легкое освобождение от нее зародыша.

Современные клиники ЭКО учитывают факторы влияния подсадки бластоцист и лазерного хэтчинга на наступление беременности после ЭКО. Таким образом, для повышения вероятности успешного ЭКО, лечение бесплодия предусматривает кроме непосредственно ЭКО, такие возможности, как ИКСИ, выращивание эмбриона до стадии бластоцисты (5-е сутки развития), замораживание эмбрионов, вспомогательные лазерные «насечки» на оболочке эмбриона (хэтчинг), циклы переноса криоконсервированных эмбрионов соответственно их количеству и медикаменты, необходимые для стимуляции овуляции. Благодаря этому комплексу процедур вероятность положительного исхода ЭКО повышается до 75-80%, тогда как при обычном искусственном оплодотворении беременность наступает только в 35-40% случаев.

Стимуляция с помощью ФСГ начинается сразу после прекращения приема противозачаточных препаратов и антагонист добавляется, когда фолликулы достигают определенного размера (около 14 мм). Это лекарство помогает предотвратить преждевременную овуляцию.

- Целью стимуляции яичников является получение хотя бы двух фолликулов размерами 15-18 мм. Когда анализы крови и УЗИ показывают, что фолликулы "готовы", нужно сделать инъекцию ХГТ (хорионический гонадотропин - Ovidrel®, Pregnyl®, Novarel®). ХГТ обычно вводится подкожно в определенное время вечером. Это позволяет фолликулам подготовится к забору яйцеклеток около 36 часов позднее.

Побочные эффекты лечения. Инъекции ФСГ, сами по себе, не вызывают побочных явлений. Однако вследствие лечения яичники увеличиваются в размерах, что может вызывать вздутие живота, и дискомфорт, а в более тяжелых случаях тошноту и даже рвоту.

Синдром гиперстимуляции яичников это состояние, которое проявляется чрезмерным увеличением яичников и вздутием живота. Женщина может жаловаться на сильные боли в животе, рвоту. А в случае отсутствия лечения могут образовываться сгустки крови, перекрывающие сосуды нижних конечностей или легких, а также нарушения баланса жидкостей в организме. Легкие формы этого синдрома случаются у 2-6% женщин получающих лечения для индукции овуляции. Тяжелые формы синдрома гиперстимуляции яичников возможны в примерно 1% случаев.

Риск развития этого осложнения может быть снижен прекращением курса ЭКО при чрезмерном повышении уровня эстрогена в крови или если на УЗИ определяется слишком большое количество фолликулов. Цикл экстракорпорального оплодотворения может быть прекращен до введения ХГТ или после забора яйцеклеток. Если лечение прервано после изъятия яйцеклеток, то они обычно оплодотворяются и замораживаются для использования в последующем цикле. Так как симптомы синдрома гиперстимуляции яичников максимально выражены на 3-5 день после извлечения яйцеклеток, то решение о заморозке эмбрионов может быть отложено на этот срок.

Забор яйцеклеток. Примерно через 32 - 36 часов после введения ХГТ проводится процедура забора яйцеклеток. Врач вводит датчик УЗИ во влагалище и затем использует специальную иглу для извлечения яйцеклеток из фолликулов. Процедура занимает от 15 до 30 минут, в зависимости от количества фолликулов, и проводится под воздействием успокаивающих лекарств.

Серьезные осложнения при извлечении яйцеклеток случаются редко, но возможны побочные явления, такие как, боли в области малого таза, небольшое кровотечение и вагинальные выделения. При появлении побочных явлений нужно немедленно связаться с лечащим врачом. Вздутие живота и дискомфорт могут быть также признаками синдрома гиперстимуляции яичников.

После забора яйцеклеток женщина остается под наблюдением несколько часов, и если нет осложнений, может уйти домой. Рекомендуется воздержаться от вождения машины или работы в течение 24 часов.

Оплодотворение. После извлечения яйцеклеток они смешиваются со спермой в лабораторных условиях, и происходит оплодотворение. Обычно, оплодотворяются около 50% яйцеклеток.

В случаях выраженной патологии спермы (бесплодие вследствие мужского фактора) оплодотворение производится путем интрацитоплазматического введения спермы - прямого введения сперматозоида в яйцеклетку под контролем микроскопа. Оплодотворение достигается в 50-70%.

Перенос эмбрионов. Примерно через 2-5 дней после забора одна или более яйцеклетки помещаются в матку женщины с помощью тонкого, гибкого катетера, вводимого через шейку матки. Некоторые женщины могут испытывать небольшие боли во время процедуры. Анестезия обычно не требуется.

После проведения процедуры рекомендуется домашний отдых в течение нескольких часов. Хотя исследования не подтверждают, что покой повышает вероятность наступления беременности, большинство женщин предпочитают отдых.

Большинство врачей рекомендуют прием препаратов прогестерона для увеличения шансов имплантации эмбриона в полости матки. Прием лекарства начинается или в день забора или в день возврата яйцеклеток. Лекарство назначается в виде вагинального геля или свечи или же в виде внутримышечной инъекции.

Каково оптимальное количество эмбрионов для пересадки? Количество эмбрионов, пересаживаемых женщине, зависит от ее гинекологической истории (беременности, аборты), возраста, качества эмбрионов и желания супружеской пары. Молодым женщинам (до 35 лет) во время первого цикла экстракорпорального оплодотворения рекомендуется перенос одного или двух эмбрионов. Если повторные попытки ЭКО не приносят результатов, врач может рекомендовать перенос большего количества эмбрионов для повышения шанса забеременеть. Однако, это может увеличить вероятность многоплодной беременности (двойня, тройня).

Вероятность имплантации эмбрионов снижается у женщин старше 40 лет, в результате требуется большее количество эмбрионов (до 5). Однако, у женщин, получающих яйцеклетки от молодых доноров, вероятность забеременеть такая же, как у молодых женщин и обычно рекомендуется перенос только одного или двух эмбрионов.

Хранение неиспользованных эмбрионов. Эмбрионы, которые не были пересажены, могут быть сохранены в замороженном виде (криоконсервация). Так как некоторые эмбрионы погибают в процессе оттаивания, то шансы на успешную беременность при использовании замороженных эмбрионов обычно ниже.

Эмбрионы могут быть заморожены на неограниченный период времени. Однако, обычно предлагается несколько вариантов

- хранение эмбрионов для переноса в более позднее время

- передача эмбрионов для научных исследований или для использования другой парой («усыновление эмбрионов»)

- утилизация

Проверка на беременность после искусственного оплодотворения.

Анализ крови. Приблизительно через две недели после переноса эмбрионов можно провести анализ крови или мочи на наличие ХГТ (хорионического гонадотропина), гормона, который подтверждает наличие беременности. Тест на беременность в домашних условиях недостаточно чувствительный для определения беременности на ранних сроках, по сравнению с анализом крови.

- Если первый анализ крови на ХГТ <5 МЕ/Л, то женщина не беременна

- Если первый анализ крови на ХГТ > 10 МЕ/Л, то тест повторяют через 48 часов, чтобы подтвердить повышение уровня гормона. Уровень ХГТ примерно удваивается каждые 48 часов в течение первых 21 дня после переноса эмбриона.

- Если во втором тесте уровень ХГТ не удваивается, то анализ может быть повторен еще через 48 часов. В этом случае, в зависимости от ситуации, может идти речь о нежизнеспособной беременности. Уровни ХГТ не увеличиваются, или уменьшаются, когда есть проблемы в развитии беременности.

УЗИ. Если уровень ХГТ увеличивается, как и ожидалось, то через три-четыре недели после переноса можно провести тазовое ультразвуковое исследование. На этом этапе, как правило, уже можно определить наличие плодного мешка в матке. Плодный мешок - это полость, заполненная жидкостью, в которой находится эмбрион.

На пятой-шестой неделе беременности (четыре-пять недель после переноса эмбрионов) можно определить желточный мешок, который обеспечивает питание эмбриона на ранних стадиях развития. Сердцебиение обычно можно увидеть на 6-6.5 неделе беременности (5-5.5 неделя после процедуры ЭКО).

Наблюдение за беременностью. В большинстве случаев наблюдение начинается на 6-10 неделе беременности. В этот период рекомендуется начать регулярные визиты к гинекологу.

В случае неудачного ЭКО. Вероятность забеременеть при проведении экстракорпорального оплодотворения достаточно высока. В общем, около 27% циклов ЭКО заканчиваются беременностью и родами, и суммарная вероятность забеременеть увеличивается при проведении повторных процедур.

Однако, индивидуальные шансы на успех зависят от многих факторов, включая возраст женщины, причину бесплодия и метода лечения. Для примера, в Израиле вероятность живых родов для каждого цикла ЭКО составляет около 30-35% в возрасте до 35 лет, 25% у женщин в возрасте 35-37 лет, 15-20% в возрасте 38-40 лет и 6-10% у женщин старше 40 лет.

План обследования включает:

• исключение хронического эндометрита - проведение аспирационной биопсии эндометрия с последующим морфологическим и иммуногистохимическим исследованием для определения рецептивности эндометрия, т.е. чувствительности эндометрия к имплантации

• Определение гормонального профиля

- ФСГ (фолликулостимулирующий гормон),

ЛГ (лютеинизирующий гормон),

Пролактин,

Эстрадиол,

17-OH-прогестерон,

Андростендион,

Андростендиол глюкуронид,

ДГЭА-сульфат (дегидроэпиандростерон сульфат),

Тестостерон общий,

Тестостерон свободный,

Дигидротестостерон,

ГСПГ (глобулин, связывающий половые гормоны)

• Определение показателей гормонов щитовидной железы

- ТТГ (тиреотропный гормон), Т4 (тироксин),

Т3 (трийодтиронин),

Анти-ТГ (антитела к тиреоглобулину),

Анти-ТПО (антитела к микросомальной тиреопероксидазе),

Тиреоглобулин

• Исследование на биоценоз влагалища и посев на флору отделяемого из половых органов с определением чувствительности к основному спектру антибиотиков и бактериофага

• Инфекции, передающиеся половым путем

хламидиоз,

микоплазмоз,

уреаплазмоз,

трихомониаз,

герпес,

вирус паппиломы человека.

• Показатели гемостаза

Фибриноген,

Протромбин,

Тромбиновое время,

АЧТВ,

Антитромбин III,

Волчаночный антикоагулянт,

Д-димер,

Протеин-С

• Исследование TORCH-комплекса

• Определение генетического риска нарушения системы свертывания крови (FGB, F2, F5, SERPINE1, ITGA2, ITGB3)

• Выявление антифосфолипидного синдрома

- АФС- (определение антитела класса IgМ и IgG к фосфолипидам: кардиолипину, фосфатидилсерину, фосфатидилинозитолу, фосфатидиловой кислоте).

• Определение генетического дефекта ферментов фолатного цикла

(MTHFR, MTR, MTRR)

• Генотипирование супружеской пары, HLA II класс (локусы DRB1, DQA1, DQB1)

Нарушение большинства из указанных параметров могут способствовать нарушению чувствительности слизистой оболочки матки к имплантации эмбриона и соответственно приводить к бесплодию и невынашиванию беременности на крайне ранних сроках.

Состояние проблемы.

Место методов вспомогательных репродуктивных технологий в лечении бесплодия

Основным диагностическим критерием оценки состояния эндометрия при 2D ТВЭ является его толщина. Эхографическая толщина эндометрия отображает степень подготовки эндометрия эстрогенами. Доказано, что в случаях, когда толщина эндометрия менее 5 мм, имплантация не происходит и перенос эмбрионов лучше не производить. В литературе описаны лишь единичные случаи наступления беременности, когда толщина эндометрия в циклах ЭКО была менее 5 мм.

Толщина эндометрия в пределах 5-7 мм является субоптимальной, то есть имплантация возможна, но ее вероятность низка по сравнению с толщиной эндометрия выше 7 мм. Идеальной толщиной эндометрия считается 9-12 мм. Часть исследователей отмечает лучший прогноз ЭКО-программ в случаях, когда толщина эндометрия не более 10 мм, в работах других авторов это не нашло подтверждения. Эхогенность эндометрия изменяется на протяжении менструального цикла. В фазе пролиферации эндометрий имеет так называемую трехлинейную - С-структуру. Повышение эхогенности эндометрия (В- и А-структура) в день назначения разрешающей дозы хорионического гонадотропина (ХГ) ассоциируется с низкой вероятностью имплантации, плохим прогнозом наступления беременности.

Классическими критериями зрелости фолликулов в циклах ЭКО при эхографии являются размер фолликулов и/или их объем. Считается, что при наличии 2-4 доминантных фолликулов от 16 до 22 мм можно назначать триггерную дозу хорионического гонадотропина.

В последние годы с целью мониторинга циклов ЭКО начали применять допплерографию. Кровоток в маточных артериях был впервые использован как маркер рецептивности эндометрия. Позднее в работах многочисленных авторов была доказана коррелятивная связь маточного и яичникового кровотока с фолликулогенезом и результативностью циклов ЭКО.

По-прежнему спорным вопросом остается оптимальное время выполнения допплерографии. Часть исследователей оценивают маточный кровоток перед началом стимуляции гонадотропинами, другие авторы - в день назначения хорионического гонадотропина, в день забора ооцитов или в день переноса эмбрионов в полость матки. Нерешенным остается вопрос возможности отсрочки или отказа от переноса эмбрионов, если показатели маточного кровотока показывают, что имплантация маловероятна. Считается, что если достигнут пограничный уровень показателей допплерографии, прогноз нерецептивности эндометрия матки имеет специфичность (96-100 %), положительный прогностический уровень (88-100 %), однако низкую чувствительность (13-35 %) и низкое негативное прогностическое значение (44-56 %).

Несмотря на то что спиральные артерии имеют большое значение в обеспечении маточной перфузии, лишь небольшое количество работ посвящено их изучению. Appelbaum (1998) описал 4 типа визуализации сосудов при допплерографии: 0 - сосуды визуализируются только в зоне миометрия; 1 - сосуды проникают за гиперэхогенный край эндометрия; 2 - сосуды достигают внутреннего гиперэхогенного края; 3 - сосуды достигают внутреннего края эндометрия. По данным авторов, отсутствие сосудов в эндометриальной зоне является абсолютным показателем негативного имплантационного прогноза, а у пациенток с проникновением сосудов к внутреннему краю эндометрия было получено наибольшее количество беременностей. Однако достоверной корреляции прогноза цикла ЭКО с параметрами кровотока и толщиной эндометрия авторам установить не удалось.

В последние годы появились работы, в которых показано, что способность ооцита к оплодотворению и дальнейшему росту и развитию эмбриона зависит не столько от размеров фолликула, сколько от его кровоснабжения . Так, в исследованиях A. Borini и соавт. было доказано, что количество полученных ооцитов достоверно коррелирует с индексом васкуляризации фолликулов (количество васкуляризированных фолликулов/общее количество фолликулов). Качество полученных эмбрионов коррелирует с PSV, в 70 % случаев при значении PSV более 10 см/с вероятно получение эмбрионов хорошего качества с высоким имплантационным потенциалом. J. Van Blerkom и соавт. в 2000 году доказали, что ооциты с дефектами цитоплазмы и эмбрионы с мультинуклеарными бластомерами происходят из фолликулов в состоянии гипоксии с плохим кровотоком. Гипоксия приводит к высокой частоте хромосомных аберраций. В этом исследовании был выявлен высокий индекс корреляции между фолликулярным кислородом, эндотелиальным сосудистым фактором роста и данными цветной допплерографии яичников в день назначения ХГ. Все эти показатели не зависели от размера фолликулов, то есть фолликулы одного размера могут иметь различный уровень насыщения кислородом. Авторы полагают, что фолликулы с интенсивным допплерографическим сигналом и перифолликулярным индексом резистентности менее 0,5 имеют высокий уровень кислорода.

Феномен наступления беременности.

Имплантационные механизмы.

Основные механизмы нарушения имплантации

Подчас очень трудно ответить на вопрос, почему у некоторых пар имеются повторяющиеся неудачные попытки ЭКО. За редким исключением, большинство практических врачей объясняют повторяющиеся или необъяснимые неудачные попытки ЭКО плохим качеством эмбрионов, однако качество эмбрионов зависит в основном от качества гамет: зрелости цитоплазмы, целостности веретена деления ооцита; морфологии, подвижности и состояния ДНК спермы.

Качество ооцита - главный фактор, ограничивающий успех, так как именно в ооците происходят сложные трансформации, приводящие к появлению эмбриона. Половая клетка ооцит готовится к этому процессу в результате диалога с соматическими клетками гранулезы фолликула. В то же время извлечение ооцита путем пункции фолликула во время ЭКО значительно уменьшает этот диалог и изменяет развитие эмбриона in vitro (Antczac M., Van Blerkom J., 1997).

При беременности, наступившей естественным путем, очень большое значение имеет микроокружение эмбриона на разных стадиях его развития.

Фолликулярная жидкость Фолликулярная жидкость участвует в заключительных этапах созревания ооцитов в фолликулах и трубах. Перед овуляцией фолликулярная жидкость контролирует последние транскрипционные и посттранскрипционные изменения, которые позволят эмбриону осуществить синтез белков на протяжении первых этапов деления и сегментации. Абсолютная роль фолликулярной жидкости в настоящее время мало изучена. Многочисленные факторы роста и цитокины присутствуют в преовуляторном фолликуле.

Трубный и маточный секрет играет очень важную роль в развитии эмбриона. В течение 130-140 часов вплоть до самой имплантации эмбрион окружен этим секретом.

Трубная жидкость Микроокружение эмбриона в трубе не является анатомически гомогенным. Различные анатомические участки трубы, вероятнее всего, имеют свою собственную секрецию. В то же время присутствие эмбриона модулирует эту секрецию. Эмбрион подает специфические сигналы для того, чтобы регулировать свой путь в матку.

Биохимическое и иммунологическое равновесие, также как и анатомическое единство трубы нарушается инфекционной агрессией или воспалением

Микроокружение эмбриона в полости матки. К моменту входа эмбриона в полость матки объем секреции очень незначителен (несколько десятков микролитров), этот объем уменьшается параллельно увеличению секреции прогестерона. Клинические исследования с применением промывки полости матки в момент пункции яйцеклеток показывают, что выявление неадекватной секреции цитокинов, в частности интерлейкина-18 и фактора, ингибирующего лейкемию (ФИЛ), является признаком неадекватной рецептивности матки и позволяет предсказать потенциальное нарушение имплантации независимо от качества эмбрионов.

После оплодотворения трудно изменить развитие эмбриона на ранних стадиях. Но существуют также и другие, не эмбриональные причины неудач, на которые, к счастью, в большинстве случаев можно влиять. Эти факторы следующие:

1) возраст женщин и иногда мужчин;

2) проблемы рецептивности матки, зависящие от состояния слизистой;

3) техника переноса эмбрионов

Фолликулярный резерв яичников и качество ооцитов очень тесно взаимосвязаны между собой. Некоторые женщины рождаются с редуцированным запасом фолликулов, и снижение фертильности у них бывает очень ранним. К сожалению, на данном этапе этот процесс не поддается коррекции и предлагаемые различные протоколы стимуляции яичников (замена агонистов GhRH антагонистами, увеличение дозы ФСГ или чМГ) не улучшают прогноз.

В настоящее время уже уменьшилась спекуляция противопоставления ЭКО со стимуляцией суперовуляции получению яйцеклеток в естественном цикле. Сторонники применения ЭКО в естественном цикле полагают, что природа поступает лучше, чем мы (иногда это действительно так, но, к сожалению, чаще всего - если женщина молода).

Сторонникам спонтанного цикла необходимо напомнить, что 52 % ооцитов у молодых, нормально отвечающих женщин дисморфны (имеются нарушения морфологии).

Что в этом случае можно думать о женщинах более старшего возраста, с тотальной недостаточностью яичников с точки зрения увеличения цитогенетической аномалии. Полученные в этом случае эмбрионы в большинстве случаев анэуплоидны (70-80 % после 42 лет). В этих случаях не нужно спекулировать тем, что высокие дозы ФСГ увеличат пропорцию нормальных ооцитов, это просто необоснованные психологические и материальные затраты.

Эндометриальные маркеры имплантации эмбриона человека.

Рецептивность эндометрия

С развитием ВРТ многие пациентки, прежде считавшиеся безнадежно бесплодными, получили возможность зачать. Завершающим этапом всех процедур экстракорпорального оплодотворения ЭКО является имплантация бластоцисты после переноса женщине ее эмбриона. Сегодня хорошо известно, что успех имплантации зависит от временного соотношения между стадией развития эмбриона и периодом рецептивности эндометрия. Изучение особенностей функции и ультраструктуры эндометрия у человека в период имплантации занимало многих исследователей. Эндометрий подвергается постоянным изменениям в течение менструального цикла под воздействием эстрогенов и прогестерона в соответствии с изменениями их концентрации. Для успешного наступления имплантации развитие эндометрия и эмбриона должно быть синхронным. Можно предположить, что эмбрион, в свою очередь, также каким-то образом способствует созреванию эндометрия. Нарушения этого баланса могут изменить восприимчивость эндометрия и нарушить процесс имплантации.

Все внутриматочные повреждения нарушают рецептивность эндометрия. Все инфекционные и воспалительные заболевания, даже субклинические, обладают повреждающим эффектом. Инфекция является одной из главных причин как перинатальных осложнений, так и нарушений имплантации. Может ли в этом случае простая диагностическая гистероскопия с последующим антибактериальным или противовоспалительным лечением изменить прогноз неудачных попыток ЭКО и необъяснимого привычного невынашивания?

Кроме того, аденомиоз, субмукозная миома матки, многочисленные циклы индукции овуляции кломифена цитратом могут нарушить имплантацию. Учитывая, что имплантация эмбриона является следствием сложного диалога между трофобластом и эндометрием с вовлечением многочисленных провоспалительных цитокинов, не удивительно, что многочисленные неудачные попытки ЭКО и повторяющиеся самопроизвольные аборты связаны с иммунологическими нарушениями. В списке «виновников» находятся антифосфолипидные, антитиреоидные антитела и очень большое значение имеют активированные естественные киллеры - NK (natural killer). Необходимо, однако, отметить, что относительно роли антифосфолипидных антител имеются очень противоречивые публикации. Многочисленные работы подчеркивают роль Th1-цитокинов (синтезируемых активированными NK) и цитотоксических лимфоцитов у женщин с привычным невынашиванием и неудачными попытками ЭКО.

И, наконец, обнаружена корреляция между наличием антитиреоидных антител и цитотоксичных цитокинов при повторяющихся выкидышах. Лечение с применением кортикостероидов не всегда дает желаемые результаты и не лишено нежелательных вторичных эффектов. Применение гепарина и внутривенное введение иммуноглобулинов имеет различную эффективность.

Важной проблемой остается вопрос идентификации периода максимального соответствия развития эмбриона и восприимчивости эндометрия. Фаза имплантации наиболее критическая при проведении ЭКО. Развитие эмбриона зависит от внутриматочной среды, но в то же время сигналы от эмбриона модулируют дифференциацию эндометрия. Эта синхронизация называется окном имплантации.

Еще в 1945 году P. Vigano и соавт. провозгласили такой афоризм: «Бластоциста может виртуально имплантироваться в любом месте человеческого организма, кроме нерецептивного эндометрия». Перенос эмбрионов будет безуспешным, если отсутствует синхронизация между стадией развития эмбриона и эндометрия. Парадоксально, но приходится констатировать, что имплантация может наступить в любой ткани человеческого тела (при спонтанной или экспериментальной внематочной беременности) чаще всего без всякой предварительной подготовки этой ткани. В то же время эндометрий относится к числу тех редких тканей, где имплантация невозможна, за исключением окна имплантации. В этот период эндометрий максимально чувствителен к рецепции эмбриона. Предполагают, что у женщин этот период составляет 4 дня - с 20-го по 24-й день нормального менструального цикла и, следовательно, со дня сдачи лютеинизирующего гормона (ЛГ) + 7 до дня ЛГ + 11. В последние десятилетия доказано, что это окно имплантации практически всегда зависит от координированной экспрессии химиокинов, металлопротеаз, молекул адгезии, маточной и плацентарной экспрессии факторов роста, так же как и провоспалительных цитокинов, которые обеспечивают стадию аппозиции, затем адгезии, регулируют базальную инвазию плацентарного конуса, затем обеспечивают и регулируют как адгезию, так и инвазию клеток трофобласта в эндометрий.

Эта координированная экспрессия для некоторых медиаторов является полностью или частично гормональнозависимой от начала цикла до овуляции, когда секреция эстрогенов в дальнейшем сменяется смешанной эстрогено-прогестероновой. Под влиянием прогестерона эндометрий подвергается структурным и молекулярным модификациям, позволяющим эмбриону имплантироваться во время окна имплантации. Во время лютеиновой фазы на уровне различных структур происходит серия изменений - речь идет об эпителии желез и поверхности полости матки, клеток стромы сосудов и внеклеточного матрикса. К сожалению, оптический и даже электронный микроскоп не позволяет выявить никакой разницы в предимплантационный период у фертильных и бесплодных женщин. С 1950 года существует очень точная анатомо-морфологическая хронологическая система характеристики эндометрия, предложенная R.W. Noyes в 1975 году. Выявлено, что существует рассогласование между хронологической и гистологической датацией эндометрия. Эндометрий, исследуемый в лютеиновую фазу, может быть «в фазе» или «вне фазы». Существует расхождение более чем в 3 дня между фазой цикла и морфологическим строением. Взаимосвязь между этими морфологическими изменениями и рецептивностью эндометрия некоторыми исследователями отрицается. В то же время в работах других авторов доказана полезность этой датации (хронологии) и ее связь с бесплодием.

У человека окно имплантации очень мало изучено по ряду причин, среди которых доминируют технические и этические факторы. В действительности никакая модель in vitro не способна восстановить сложность динамического клеточного взаимодействия, активизирующего эпителиальные, стромальные иммунокомпетентные клетки, представленные в эндометрии на протяжении окна имплантации, необходимые для процесса аппозиции-адгезии и инвазии.

Наконец, чаще всего когда мы изучаем тонкое строение эмбриона, это приводит к его деструкции, и мы не можем изучить имплантацию именно этого эмбриона. Практика биопсии эндометрия у человека в периимплантационный период нежелательна.

Гормоны и рецептивность эндометрия

. Исследование эндометриальных пиноподий

Половые стероиды абсолютно необходимы для пролиферации и децидуализации эндометрия и подготовки его к имплантации эмбриона. Все основные процессы роста и созревания эндометрия регулируются представителями стероидных гормонов эстрадиолом (Е2) и прогестероном.

Прогестерон обеспечивает секреторную активность эндометрия, обеспечивая благоприятную среду для развития эмбриона и его имплантации. Секреторная трансформация эндометрия, вызванная прогестероном, сопровождается каскадом экспрессии генов, которые облегчают или, напротив, ограничивают имплантацию эмбриона. Яичниковые стероиды играют роль медиаторов в диалоге «эмбрион - матка» и модулируют экспрессию многочисленных факторов роста, цитокинов или молекул адгезии в материнско-плодовом пространстве. Среди этих гормонов некоторые, похоже, играют фундаментальную роль, например такие как прогестерон, Е2, а также хорионический гонадотропин человека (чХГ), ингибины, активин, релаксин, кальцитонин. Возможно, чХГ - одна из первых сложных молекул, синтезируемых эмбрионом. Он принимает участие на всех этапах диалога «эмбрион - матка». Однако ни один из этих гормонов или их рецепторов нельзя расценивать как маркер рецептивности эндометрия. Изолированное определение рецепторов к эстрогенам или прогестерону, проводимое у бесплодных женщин в момент пункции ооцитов, не позволяет абсолютно точно прогнозировать, будет имплантация или нет. Лептин, кодируемый геном ob, действует через гипоталамус на жировую ткань человеческого тела, играет значительную роль в процессе имплантации. Лептин и его рецепторы продуцируются эндометрием и плацентой. Этот гормон участвует в диалоге «матка - эмбрион» и модулирует инвазивные характеристики цитотрофобласта.

Исследование эндометриальных пиноподий

Как показано многими исследователями, имплантация наступает только тогда, когда эндометрий, находящийся под определенным гормональным воздействием, вступает в фазу восприимчивости к имплантации бластоцисты.

Эта фаза достаточно короткая и должна совпадать с развитием эмбриона до стадии бластоцисты, определяя, таким образом, короткий интервал времени, когда возможна имплантация. Период, в течение которого эндометрий остается рецептивным для нидации эмбриона, получил название «окно имплантации». Предполагаемое окно имплантации человека теоретически совпадает с 20-22-м днем идеального 28-дневного менструального цикла.

Опыт работы в программе донорства яйцеклеток показал, что женщины, получающие заместительную гормональную терапию (ЗГТ) с последующим переносом эмбриона, имеют даже несколько выше шанс на успешную имплантацию, чем пациентки, проходящие стандартное ЭКО), вероятно, за счет влияния гормонов и лучшей координации времени переноса эмбриона, что возможно в циклах с ЗГТ. Важно учесть, что оптимальное время для переноса эмбриона в этих циклах ограничено и не превышает 3 дней. Так, для эмбриона 2-го дня благоприятный период находится между 3-м и 5-м днем приема прогестерона. Перенос эмбриона вне этого времени не приводит к его имплантации.

Эволюция морфологии клеток поверхностного эпителия следует определенной схеме, что дает возможность датировать биоптат секреторного эндометрия с точностью до 24-48 часов. Первые признаки формирования пиноподий представляют собой выраженное вздутие клеток, сочетающееся с исчезновением микроворсинок (МВ). Затем формируются гладкие и тонкие выпячивания мембраны, поднимающиеся со всей верхушки клетки (развивающиеся пиноподии). Вскоре после того как МВ полностью исчезают, выпячивания достигают своей максимальной величины и образуют складки или грибы (развитые пиноподии). Эта стадия длится менее 48 часов. Затем вздутие клеток уменьшается, и кончики МВ вновь появляются на поверхности мембран, которые становятся сморщенными, в то время как сама клетка начинает увеличиваться в размере (так называемый регресс пиноподий). Как выяснилось, эти изменения клеток возникают в вышеописанной последовательности во всех типах изученных циклов, а продолжительность существования развитых пиноподий обычно не превышает 2 дня. Однако конкретный день их формирования может варьировать у разных женщин. В естественных циклах развитие пиноподий наблюдается в дни пика ЛГ + 6-9 (19-22-й дни) у различных индивидов, в среднем на 20-й и 21-й дни цикла.

В циклах стимуляции яичников в программе ЭКО развитые пиноподии формировались на 18-22-й дни цикла (получение яйцеклеток на 14-й день) у различных женщин в зависимости от особенностей протоколов стимуляции. В большинстве случаев зрелые пиноподии наблюдались уже на 19-й день, что являлось достоверной акселерацией развития примерно на 1-2 дня по сравнению с естественными циклами.

В искусственных циклах день появления развитых пиноподий варьировал у женщин в промежутке до 3 дней (20-22-й дни цикла, или прогестерон 6-8). В данном случае 1-й день назначения прогестерона считался днем П1. Формирование пиноподий практически не исследовалось у пациенток с аденомиозом. Примечательно, что в единственном доступном исследовании у пациенток с диагнозом «эндометриоз» (средней и тяжелой степени) не было выявлено никаких отклонений в формировании пиноподий. Взаимосвязь между наличием пиноподий и исходом имплантаций была исследована в 17 искусственных циклах, предваряющих перенос донорских эмбрионов.

В исследование были включены только случаи с эмбрионами хорошего качества. В зависимости от количества пиноподии оценивались как изобилующие, умеренные и немногочисленные в зависимости от процента занимаемой ими поверхности эндометрия (> 50, 20-50 и < 20 соответственно). У всех 5 пациенток с изобилующими пиноподиями наступила беременность, 3 из 7 женщин с умеренным числом пиноподий также забеременели, в то время как ни у одной пациентки с малым количеством или с отсутствием пиноподий беременность не наступила .

Таким образом, можно подвести итоги - у женщин с нормальным менструальным циклом пиноподии появляются между 19-21-м днями менструального цикла, во время предполагаемого окна имплантации. Если говорить более точно, они открывают это окно, но, похоже, не присутствуют на всем его протяжении. Их появление абсолютно зависит от наличия прогестерона, а период полужизни длится менее 48 часов с вариациями у разных пациенток в зависимости от гормонального фона. Стимуляция яичников, похоже, ускоряет появление пиноподий, в то время как гормональная заместительная терапия тормозит их появление по отношению к нормальному циклу

Существует корреляция между числом пиноподий и имплантаций после переноса эмбрионов. Точная роль пиноподий пока что не доказана. Появление пиноподий, похоже, связано с феноменом аппозиции бластоцисты эпителию в просвете эндометрия. И, наконец, их появление связано с появлением молекул - участниц имплантации, например интегринов, или секрецией эпидермального фактора роста, который появляется в середине лютеиновой фазы.

Необходимо отметить, что в литературе имеются несколько противоречивые сведения относительно появления и продолжительности периода существования пиноподий. Как считают, несмотря на то, что пиноподии, очевидно, представляют собой определенную модификацию поверхности эндометрия, важную для имплантации, время их формирования на клетках поверхностного эпителия отчетливо выходит за пределы предполагаемого окна имплантации. A. Acosta и соавт. в своем обширном исследовании также показали несколько отличающиеся результаты: истинные пиноподии появляются небольшими группами с 20-го дня цикла и остаются до конца секреторной фазы.

Эти разногласия можно объяснить следующим образом. В позднюю секреторную фазу клетки поверхностного эпителия эндометрия подготавливаются к отторжению во время менструации. Это проявляется в виде увеличения (набухания) клеток и может быть ошибочно принято за «долгоживущие пиноподии». Эти клетки неодинаковы по размерам и кажутся потрескавшимися или сморщенными в результате апоптоза и некротических изменений, в чем заключается их отличие от истинных пиноподий. В исследованиях других авторов всегда наблюдалось отсутствие истинных пиноподий уже после пика ЛГ + 10 дней, что согласуется с другими данными.

В настоящее время единственным достоверным методом изучения пиноподий является электронная микроскопия. Пиноподии могут быть визуализированы также под световым микроскопом как выпуклые апикальные выпячивания клеток, однако лимитирующими факторами являются низкое разрешение световой микроскопии и невозможность исследования больших участков тканевого среза.

Неясной остается роль пиноподий в процессе имплантации. В отличие от грызунов в эндометрии человека пиноподии не участвуют в абсорбции жидкости из полости матки. Исходя именно из этого факта, C. Murphy предложил именовать плазматические выпячивания не пиноподиями, а ютеродомами (uterodomes), что, по его мнению, наиболее четко отражает происхождение и не затрагивает описание функциональных качеств клеточных образований.

Тем не менее связь пиноподий (сегодня это название является общепринятым) с факторами роста и другими биологически активными веществами предполагает их возможное непосредственное участие в механизме имплантации. Со своей апикальной поверхности они, например, могут стимулировать клеточную пролиферацию и инвазию эмбриона и способствовать децидуализации эндометрия.

Вариабельность появления пиноподий от одного цикла к другому, необходимость биопсии во время окна имплантации, а также необходимость электронной микроскопии ограничивают широкое клиническое применение этого маркера. Дальнейшее исследование факторов имплантации позволяет углубить понимание процесса имплантации и идентифицировать маркеры периода имплантационного окна. В идеале они должны определяться неинвазивным методом, что позволило бы проводить перенос эмбриона в том же цикле. Сегодня клиническое исследование эндометрия на наличие пиноподий является эффективным, но инвазивным методом оценки эндометриального статуса. Обычно оно производится в естественном цикле после нескольких неудачных циклов ЭКО. Проводить перенос в этом же цикле не представляется возможным, а состояние эндометрия в стимулированном цикле все же несколько отличается от такового в естественном цикле.

Эмбрион является активным участником процесса имплантации. Наличие бластоцисты в стадии позиционирования предохраняет эндометрий от апоптоза. В работе A. Galan (2000) показано, что даже эмбрионы, не достигшие стадии бластоцисты, снижают количество апоптотических клеток в культуре эндометриальных эпителиальных клеток. Однако далее, на стадии адгезии, бластоциста индуцирует паракринную апоптотическую реакцию. Вероятнее всего, система запуска апоптоза Fas/Fas-L задействована в преодолении барьера для имплантации бластоцисты.

Наряду с вышеизложенными механизмами в имплантации эмбриона задействованы иммунологические процессы. В 1953 году Питер Брайн Медавар впервые выдвинул гипотезу, согласно которой плод рассматривается как наполовину чужеродный аллогенный трансплантат. В последующем были проведены многочисленные научные исследования в области иммунологии репродукции, однако удалось выяснить лишь некоторые механизмы иммунологической толерантности материнского организма к плоду.

Механизмами, обеспечивающими процесс выживания эмбриона и плода, являются:

- селективная экспрессия антигенов, являющихся критическими по аллореактивности;

- наличие некоторых цитокинов в маточно-плодовом пространстве;

- локальная продукция специфических иммуносупрессивных агентов (Шмагель К.В., 2003).

Взаимодействие между матерью и эмбрионом развивается в двух несколько различных направлениях. С одной стороны, фетоплацентарные ткани нуждаются в надежной антиинфекционной защите, с другой стороны - необходима толерантность к плацентарным аллоантигенам. На стадии имплантации и ранних стадиях эмбриогенеза толерантность обеспечивается преимущественно неспецифическими механизмами, такими как гормональная иммуносупрессия (хорионический гонадотропин, прогестерон), некоторыми специфическими антигенными свойствами трофобласта.

Одним из первых изменений в периферическом иммунном ответе является увеличение количества лейкоцитов. Наиболее изученным являются изменения в состоянии Т-лимфоцитов. В популяции Т-лимфоцитов выделяют Т-хелперы (Тх) и Т-цитотоксины/супрессоры (Тс). Тх помогают другим иммунным клеткам, продуцируя цитокины, а Тс могут непосредственно элиминировать чужеродные и инфицированные клетки. Количество Тх и Тс может либо изменяться, либо не изменяться на протяжении беременности. Тх по типу цитокинов, которые они продуцируют, разделяют на 2 типа: первый (Тх-1) и второй (Тх-2). Тх-1 - провоспалительные цитокины продуцируют гамма-интерферон, IL-2, фактор некроза опухоли, которые стимулируют клеточные реакции. Тх-2 - противовоспалительные цитокины продуцируют IL-4, IL-5, IL-9, IL-10, IL-13, которые принимают участие в гуморальном иммунном ответе.

В 1993 году T.G. Wegmann и соавт. впервые предложили концепцию беременности как Тх-2 феномена. Переключение продукции цитокинов с типа Тх-1 на Тх-2 происходит под влиянием прогестерона через индукцию прогестерониндуцированного блокирующего фактора в лимфоцитах. Другим механизмом влияния может быть «вмешательство» трофобласта в продукцию цитокинов. Так, было показано, что in vitro плацентарные и трофобластические клетки продуцируют факторы, тормозящие цитотоксическую активность Т-лимфоцитов. Более того, трофобластические клетки продуцируют цитокины преимущественно 2-го типа, что также определяет материнский ответ.

Таким образом, успешность беременности поддерживается в основном типом реакции Тх-2. Цитокины 1-го типа могут прямо или опосредованно разрушать эмбрион путем активации цитотоксичности. Так, TNF-α может вызвать некроз имплантированного эмбриона, гамма-интерферон ингибирует секрецию CSF-1, который способствует росту и дифференцировке бластоцисты. Среди цитокинов типа Тх-2, наверное, наиболее важным является IL-10. Этот цитокин продуцируется в большом количестве в децидуальном слое на материнско-фетальной границе. Инъекции IL-10 клону мышей, склонных к самопроизвольным абортам, обеспечивали сохранение беременности, и, наоборот, введение им анти-IL-10-антител увеличивало количество самопроизвольных абортов.

Несмотря на большое значение натуральных киллеров в механизмах сохранения беременности, в литературе опубликовано очень мало данных относительно периферических NK у беременных. Количество NK, а также продукция ими гамма-интерферона значительно уменьшается у беременных в сравнении с небеременными. Эти изменения количества и активности NK также связаны с переключением от клеточного к гуморальному типу иммунного ответа.

У беременных NK являются эмбриотоксическими. Так, A. Beer и соавт. (1996) показали, что если у женщин, проходящих лечение методом ЭКО, процентное соотношение превышало 18 %, рождение живых детей не наблюдалось. Более того, у пациенток с самопроизвольными абортами Т-лимфоциты и NK-клетки проявляли эмбриотоксичность in vitro.

Во время инвазии эмбриона трофобласт тесно контактирует с различными материнскими клетками, такими как железистые, стромальные, эндотелиальные клетки, и особенно материнские лейкоциты. Лейкоциты составляют около 10 % клеток стромы в фазе пролиферации, 20 % - в середине секреторной фазы (предымплантационный период) и возрастают до 30 % при наступлении беременности.

Популяция лейкоцитов состоит из Т-клеток, макрофагов и больших гранулезных лейкоцитов - LGL (large granulated lymphocytes). Часть Т-клеток составляет 45 % в фазе пролиферации и уменьшается в секреторной фазе, абсолютное их количество остается неизменным на протяжении менструального цикла. Количество макрофагов также остается постоянным, увеличиваясь только в стадии десквамации.

LGL, или эндометриальные NK, функционально и фенотипически принадлежат к естественным киллерам, но в отличие от NK периферической крови они экспрессируют CD56, но не экспрессируют CD16 и CD57. Они редко встречаются в эндометрии в фазу пролиферации, однако в лютеиновую фазу и в фазу ранней гестации их количество быстро возрастает и составляет более 80 % всех лейкоцитов. NK образуются в костном мозге. После дифференцировки они попадают в периферическую циркуляцию на очень ранней стадии созревания. Их физиологическая роль заключается в контроле интенсивности инвазии трофобласта и предупреждении возникновения локальной инфекции. Материнские Т-клетки теоретически не могут ни распознать, ни уничтожить фетальные клетки, которые не имеют антигенов классических молекул МНС (major histocompatibility complex - главного комплекса гистосовместимости) класса 1 и 2. Децидуальные Т-клетки также не могут in vitro разрушить клетки трофобласта первого триместра, но если на протяжении короткого времени их выдержать с IL-2, они активируются и могут специфически распознавать и убивать клетки, которые не имеют или имеют недостаточное количество антигенов класса МНС (King A., 1999). Возникает вопрос, каким образом фетальные клетки избегают разрушения LGL in vivo, ведь в эндометрии определяется большое количество IL-2. Пять независимых групп экспертов пришли к выводу, что защиту от цитолиза, обусловленного LGL, выполняют молекулы HLA-G и HLA-1b. Были обнаружены рецепторы на LGL, которые могут посылать тормозящие сигналы после взаимодействия с HLA-G и, вероятно, HLA-1b-антигенами. Однако, несмотря на наличие таких тормозящих сигналов, в работах ряда авторов было доказано, что повышенное количество периферических NK в крови и повышенная инфильтрация эндометрия NK вызывает перенапряжение и срыв механизмов блокировки, что приводит к нарушению имплантации в программах ЭКО и таким осложнениям беременности, как преэклампсия и самоаборты. Другой важный механизм защиты эмбриона связан с тем, что во время имплантации запускаются провоспалительные процессы, местные лейкоциты активируются, под влиянием хемокинов появляется большое количество фагоцитирующих клеток. Львиную долю этих клеток составляют полиморфноядерные лейкоциты (нейтрофилы и эозинофилы), которые обладают очень коротким периодом жизни и погибают в течение 1-3 дней. Через несколько дней заканчивается провоспалительная фаза беременности, под действием прогестерона и инвазии бластоцисты происходит сдвиг баланса цитокинов с Tx-1 к Tx-2-типу.

Окно имплантации и окно переноса

Необходимо различать окно имплантации и окно переноса. Действительно, большинство программ ЭКО предполагают перенос эмбрионов в полость матки на стадии 4-8 клеток (2-3-й день после оплодотворения). Этот промежуток времени называется окном переноса и предшествует окну имплантации на 2-4 дня. В настоящее время большинство репродуктологов стремится пролонгировать культивирование эмбрионов in vitro до стадии бластоцисты.

Основная цель пролонгированного культивирования - синхронизировать окно переноса и окно имплантации, убедиться in vitro, что произошла активация генома эмбриона (стадия 8 клеток) и что предымплантационное развитие эмбриона удовлетворительное. Все это должно увеличить процент имплантаций. Противники пролонгированного культивирования приводят аргументы о необходимости перенести эмбрион как можно быстрее в его физиологическую среду, так как условия in vitro не абсолютно идентичны условиям in vivo. И, кроме того, созревания эндометрия при стимуляции яичников ускорено. И, наконец, результаты пролонгированного культивирования значительно варьируют от одной команды к другой.

Описание процесса имплантации

Имплантация состоит из двух феноменов: аппозиция-адгезия, общая для всех млекопитающих, и инвазия, которую находят у rongeurs и приматов (следовательно, у человека). В этих двух группах начало имплантации имеет фиксированную точку отсчета, после «вылупливания» бластоцисты из блестящей оболочки или же после хетчинга. Адгезия трофобластического эпителия и эндометрия - настоящий биологический парадокс. На уровне места имплантации эти два эпителия разного генетического происхождения (эпителий бластоцисты с одной стороны и неадгезивная поверхность апикальной части клеток эпителия с другой стороны) сливаются. Доказано раннее влияние фетального онкофибронектина, выявляемого на наружной поверхности клеток трофобласта, и интегринов, расположенных по краю апикально-латеральных клеток эпителия матки. На участке концептуса, где происходит первый контакт между трофобластом и эпителием просвета, в дальнейшем формируются ворсины хориона с последующим формированием плаценты.

Адгезия бластоцисты к эпителию просвета

Неадгезивная природа эпителия матки обусловлена наличием слоя гликокаликса, покрывающего поверхность клеток эпителия. Гликокаликс - разновидность муцина MUC-1 - экспрессирован на поверхности клеток эпителия человека и мышей. У человека его экспрессия максимальна в период имплантации, в то же время у мышей она минимальна в этот момент. У женщин экспрессия MUC-1 на уровне эпителия матки прогестеронозависима и возрастает к концу фазы пролиферации, чтобы стать максимальной во время окна имплантации (Hey N.A., 1994).

В последних работах с использованием клеточной культуры in vitro при культивировании клеток эпителия и человеческого эмбриона доказано, что во время фазы аппозиции наличие эмбриона увеличивает экспрессию MUC-1 на уровне клеток эпителия. Но после адгезии бластоцисты к клеткам эпителия наступает паракринное ингибирование синтеза MUC-1 в месте имплантации. Можно сделать вывод, что MUC-1 - антиадгезивная молекула, которая, вероятнее всего, локально при наличии бластоцисты становится участником фазы адгезии.

Инвазия трофобласта

В зависимости от степени проникновения трофобласта в эндометрий различают гистологический тип плаценты. У человека и позвоночных эта пенетрация максимальна с эрозированием сосудистого эндотелия. Следовательно, речь идет о гемохориальном типе плацентации. У приматов инвазия происходит путем интрузии: синцитиотрофобласт проникает между клетками эпителия матки, прежде чем их фагоцитировать. Связывание клеток трофобласта с составляющими базальной мембраны и внеклеточного матрикса осуществляется посредством интегринов. Распространение трофобласта в строму матки сопровождается лизисом базальной мембраны путем активации протеаз и металлопротеаз. Этот процесс строго контролируется и ограничивается местом имплантации (в отличие от опухолевого процесса) благодаря равновесию между секрецией металлопротеаз и их специфических ингибиторов - тканевых ингибиторов металлопротеаз под влиянием цитокинов и факторов роста (фактор некроза опухоли, ФИЛ, эпидермальный фактор роста).

Перенос эмбрионов

Наряду с проблемами рецептивности эндометрия техника переноса при хорошем качестве эмбрионов, как нам кажется, является определяющим моментом. Лучше выполнять его под контролем УЗИ, чтобы избежать травматизации эндометрия и кровянистых выделений. Сокращения матки и дискомфорт после переноса также являются векторами неудачной имплантации.

Хорошим прогностическим резервом, при условии что все остальные факторы фертильности в норме, является пролонгирование культивирования эмбрионов. И здесь необходимо отметить, что блокирование развития эмбрионов на 3-й или 4-й день культивирования во время активации генома эмбриона чаще всего зависит от особенностей спермы, а не яйцеклетки, особенно если на 3-й день эмбрион правильной формы и не фрагментирован. В заключение необходимо напомнить, что правильно собранный анамнез, адекватное обследование помогают принять правильное терапевтическое решение. Этот этап также помогает нам достичь максимальной эффективности лечения, при условии что эмбриологи также будут проводить селекцию эмбрионов. В случае неудачных попыток необходимо производить повторный анализ истории супружеской пары с учетом выявленных возможных причин неудач. Многие ли клиницисты и эмбриологи выполняют это? В то же время большинство пар с неудачными попытками ЭКО нуждаются в более индивидуализированном, адаптированном лечении. А правильно изложенная информация позволяет супружеским парам раньше обратиться к другим программам (донация яйцеклеток и эмбрионов, адаптация).

Проблема невынашивания беременности является актуальной в современном акушерстве. Частота этой патологии в популяции колеблется от 10% до 20-25%, а в группе беременных после экстракорпорального оплодотворения и переноса эмбрионов (ЭКО и ПЭ) достигает 30%. Поскольку одной из основных причин невынашивания в 1 триместре беременности после ЭКО является недостаточность желтого тела, обусловленная длительной десенситизацией гипофиза, пониженной выработкой прогестерона зернистыми клетками, а также аспирацией части их во время пункции фолликулов, целесообразность назначения препаратов прогестерона после переноса эмбрионов не вызывает сомнения.

Для успешной имплантации эмбриона необходимо согласование во времени готовности эндометрия к имплантации с развитием эмбриона (так называемое «имплантационное окно»). Принципиальную роль в подготовке слизистой оболочки матки к имплантации играет прогестерон. Обнаружено, что в циклах индуцируемой овуляции нередко происходит асинхронное по отношению к овуляции созревание эндометриальных желез и стромы. В циклах стимуляции в рамках программы ЭКО и ПЭ Bourgain и соавторы обнаружили своевременное созревание эндометрия только у 50% пациенток.

Появляется все большее количество данных в пользу того, что иммуномодулирующее действие гормонов имеет важное значение для поддержания нормальной функции эндометрия. Результаты некоторых последних исследований с очевидностью свидетельствуют об иммунологической роли прогестерона и дидрогестерона в поддержании беременности, осуществляемой ими посредством стимулирования продукции блокирующего фактора, индуцируемого прогестероном (БФИП).

Общепризнано, что для нормального исхода беременности иммунная система женщины должна распознать ее. При нормально протекающей беременности в лимфоцитах периферической крови присутствуют рецепторы прогестерона, причем доля клеток, содержащих такие рецепторы, увеличивается по мере увеличения срока гестации. В случае угрозы прерывания беременности доля клеток, содержащих рецепторы прогестерона, существенно ниже, чем у здоровых женщин, находящихся на том же сроке беременности. Ряд ученых полагает, что увеличение числа рецепторов прогестерона при беременности может быть вызвано присутствием эмбриона, который выступает в роли хорионического аллоантигенного (чужеродного) стимулятора.

Профессору Сикерес-Барто удалось показать, что дидрогестерон, подобно прогестерону, индуцирует продукцию БФИП в лимфоцитах беременных женщин, при этом эффект пропорционален принятой дозе лекарства. При этом БФИП оказывает влияние на баланс цитокинов, в результате чего продукция цитокинов Th1 снижается. Это, в свою очередь, ведет к снижению активности естественных киллерных клеток (ЕКК) и обеспечивает нормальный исход беременности. При блокаде рецепторов прогестерона БФИП не вырабатывается и, как следствие, увеличивается концентрация цитокинов Th1 (Т-хелперов). Это способствует повышению активности ЕКК и абортам. С другой стороны, при наличии свободных рецепторов прогестерона и нормальной выработке БФИП нейтрализация эффекта БФИП антителами также ведет к преобладанию цитокинов Th1, усилению клеточного иммунного ответа и повышению активности ЕКК, что также способствует абортам.

Исходя из вышесказанного поддержка второй фазы препаратами прогестерона (масляный раствор прогестерона, Дофастон и т.д.), по мнению многих авторов, должна быть рутинной процедурой, поскольку увеличивает процент имплантации при проведении программы ЭКО и ПЭ.

Предполагается, что лекарственные средства, применяемые для поддержания второй фазы, должны характеризоваться высокой гестагенной и низкой андрогенной активностью.

Прогестерон в кристаллической форме не абсорбируется при пероральном введении. Его применение требует, ввиду короткого периода полураспада, введения ежедневно масляных внутримышечных инъекций. Однако в связи с тем, что длительное применение инъекций масляного раствора прогестерона сопряжено с дискомфортом и риском развития известных осложнений в виде образования олеом и постинъекционных абсцессов, на повестку дня встал вопрос о возможности применения в программах вспомогательной репродукции неинъекционых аналогов прогестерона.

При применении микронизированного прогестерона для того, чтобы вызвать достаточные секреторные изменения в эндометрии, суточная доза препарата должна составлять в среднем 600 мг в сутки. В таком случае в кишечнике и печени образуются значительные количества промежуточных метаболитов, которые могут оказывать побочное действие в виде седации. Более предпочтительным путем применения микронизированного прогестерона в стимулируемых циклах является интравагинальное его введение. Данная форма введения не всегда удобна и приемлема для пациенток.

Другой группой прогестагенов, которые могут быть использованы для поддержки лютеиновой фазы у пациенток, подвергшихся лечению бесплодия методом ЭКО, являются ретропрогестероны. В наиболее часто применяемом ретропрогестероне - дидрогестероне (Дюфастон) метильная групппа в позиции 10 расположена в позиции a (а в прогестероне - в позиции b), водород при углероде 9 находится в позиции b, кроме того, между углеводами 6 и 7 имеет место двойная связь. Изменение конфигурации молекулы приводит к тому, что Дюфастон легко абсорбируется при пероральном введении. Дидрогестерон в дозе 20-30 мг вызывает в эндометрии полноценную фазу секреции. Исследования, проведенные на животных, подтверждают высокую способность дидрогестерона поддерживать беременность.

Таким образом, Дюфастон является сильнодействующим гестагеном, эффективным при приеме внутрь, который по своей молекулярной структуре и фармакологическому действию близок к эндогенному прогестерону и вследствие этого обладает высокой афинностью (сродством) к рецепторам прогестерона.

В отличие от многих прогестагенов он не является производным тестостерона, его структура отличается от структуры большинства синтетических прогестагенов вследствие чего не вызывает ни одного из побочных эффектов, характерных для большинства прогестагенов. Преимуществами химической структуры дидрогестерона является более высокая биодоступность препарата после перорального применения и отсутствие метаболитов с андрогенной или эстрогенной активностью.

В отличие от других синтетических прогестагенов Дюфастон:

- не вызывает феминизации плода мужского пола и не оказывает побочного действия на функции печени и свертываемость крови;

- не вызывает таких проявлений, как угревые высыпания, огрубение голоса, гирсутизм и маскулинизации половых органов плода женского пола;

- также не вызывает метаболических эффектов, например, изменения липидного спектра крови и концентрации глюкозы;

- не влияет на активность гипофизарно-яичниковой системы и не вызывает атрофии надпочечников.

Дюфастон хорошо всасывается после введения внутрь. Основным метаболитом является 20a-дигидроксидидрогестерон, который также обладает прогестагеновой активностью.

Высокая безопасность Дюфастона, подтвержденная многолетним опытом его применения, особенно отсутствие тератогенного действия, позволяет уверенно применять препарат в качестве гормональной поддержки в период после переноса эмбрионов в рамках программы ЭКО и ПЭ. Кроме того, по сравнению с микронизированным прогестероном дидрогестерон не обладает седативным действием.

Дюфастон является оптическим изомером прогестерона и благодаря изменению конфигурации молекулы легко абсорбируется при пероральном введении. Его применение не сопровождается ни андрогенным, ни антиандрогенным эффектом на плод, а также на процесс дифференцировки пола. Метаболизм данного препарата не приводит к отрицательному воздействию на желудочно-кишечный тракт, поэтому обоснована возможность более длительного его применения при беременности (до 20 нед).

Назначается Дюфастон со дня трансвагинальной пункции яичников или со дня переноса эмбрионов в дозе 30-60 мг в сутки до 12 недель беременности. По показаниям (при угрозе прерывания беременности) возможно применение Дюфастона до 20 недель беременности.

В случае отсутствия риска развития синдрома гиперстимуляции яичников возможно параллельное применение препаратов хорионического гонадотропина по следующей схеме: в день переноса эмбрионов 5 тыс. ед., а далее по 1,5 тыс. ед. на 3-й, 6-й и 10-й дни после переноса эмбрионов.

Таким образом, препарат Дюфастон обеспечивает адекватную подготовку эндометрия для успешной имплантации эмбриона и гормональную поддержку беременности в I триместре при снижении или отсутствии его эндогенного синтеза.

Клинический пример

Пациентка С., 26 лет, обратилась в клинику ВРТ «Дети из пробирки» в 2005 г. с диагнозом: бесплодие II, сочетанное (трубно-перитонеальный фактор, мужской фактор бесплодия). Привычное невынашивание.

В анамнезе 5 попыток ЭКО: при 1-й попытке беременность не наступила, 2 протокола закончились неразвивающейся беременностью по типу гибели эмбриона на сроке 8 недель и 1 - правосторонней трубной беременностью. Проводилось прямое кариотипирование клеток ворсинчатого хориона неразвивающейся беременности, в обоих случаях установлен кариотип абортусов - 46ХХ.

В 2007 г. проведена диагностическая лапароскопия, при которой выявлен спаечный процесс в малом тазу, окклюзия левой маточной трубы. Произведена левосторонняя тубэктомия, адгезиолизис. При проведении повторного гистологического исследования биоптата эндометрия в 2007 г. выявлена простая железисто-кистозная гиперплазия эндометрия. Проведена десенситизация гипофиза агонистами гонадолиберинов в течение 2 месяцев. При контрольной биопсии на 7 день цикла - пролиферативный эндометрий.

В клинике проведено полное обследование супружеской пары. При проведении обследования диагностирован антифосфолипидный синдром на основании следующих диагностических критериев: повышение титра антител к бета-2 гликопротеину - 1 до 35,5 u/ml (N < 20 u/ml), антиспермальных антител до 24,5 u/ml (N < 20 u/ml) волчаночного антикоагулянта до 56 u/ml (N < 35 u/ml), антител к кардиолипину до 11,5 u/ml (N < 10 u/ml). Исследование проведено дважды с интервалом в 12 недель.

В связи с выявленным АФС, учитывая привычное невынашивание, пациенке С. рекомендовано исследование полиморфизма генов гемостаза. Анализ полиморфизмов генов свертывающей системы выявил в генотипе женщины наличие гетерозиготных вариантов в генах фибриногена, метилентетрагидрофолатредуктазы, метионин-синтазы редуктазы, метионин-синтазы, интегрина альфа-2 и Р-селектин лиганда гликопротеина. Носительство данных полиморфизмов при воздействии провоцирующих факторов (беременность, гормональная терапия, курение, оперативное вмешательство, инфекционное заболевание, АФС) повышает уровень фибриногена и гомоцистеина, умеренно повышает скорость адгезии тромбоцитов в плазме крови, что увеличивает риск рецидивирующих тромбозов, дефектов нервной трубки плода, невынашивания беременности, преждевременной отслойки плаценты.

При проведении ультразвукового исследования органов малого таза на 7-й день ментруального цикла было обнаружено повышение эхогенности, неровный контур и неоднородная структура эндометрия, расширение вен миометрия до 4,5 мм. При допплерометрии было выявлено увеличение систоло-диастолического коэффициента в правой и левой маточных артериях.

Биопсия эндометрия проведена на 7-й день менструального цикла с помощью шприца-аспиратора Ipas MVA Plus. Биоптат отправлен на гистологическое и бактериологическое исследование. Гистологическая картина соответствовала хроническому эндометриту: в препарате - воспалительные инфильтраты, состоящие преимущественно из лимфоидных элементов, расположенные вокруг желез и кровеносных сосудов. Очаговые инфильтраты имели вид «лимфоидных фолликулов» во всех отделах функционального слоя, очаговый фиброз стромы. По результатам бактериологического посева биоптата эндометрия обнаружен рост бактероидов 103. В мазках на флору - лейкоцитоз до 30 лейкоцитов в поле зрения, обильная мелкобациллярная флора, незавершенный фагоцитоз, единичные споры грибов.

Супруг пациентки также обследован. При исследовании спермограммы выявлено: снижение общего количества сперматозоидов в эякуляте до 8,2 млн/мл (N > 20 млн/мл), снижение количества подвижных сперматозоидов до 13% (N>50%), количество морфологически нормальных сперматозоидов 18% (N >30%). Сперматозоиды с патологической морфологией 82%, из них 61% - с патологией головки, 2% - с патологией шейки, 1% - с патологией хвоста и 18% сперматозоидов с патологией смешанного типа. В крови пациента выявлено повышение уровня антиспермальных антител до 24,5 u/ml (N < 20 u/ml). Пациент осмотрен урологом, для преодоления бесплодия рекомендовано ЭКО + ИКСИ.

На основании проведенного обследования супружеской пары установлен диагноз: бесплодие II, сочетанное (трубно-перитонеальный фактор, астенотератозооспермия). Синдром потери беременности. Антифосфолипидный синдром. Генетически-обусловленная тромбофилия. Хронический эндометрит, обострение.

В качестве прегравидарной подготовки пациентке С. проведено 2 курса антибактериальной системной терапии с учетом чувствительности к антибиотикам выявленного возбудителя, санация влагалища. Противомикробная терапия сочеталась с физиотерапевтическим лечением (10 сеансов гелий-неонового лазера по стандартной методике). В связи с выявленными тромбофилическими мутациями рекомендован прием фолиевой кислоты (5 мг/сутки).

Пациентке С. назначена схема стимуляции суперовуляции по короткому протоколу ЭКО с 3-го дня менструального цикла. Стимуляция проводилась рекомбинантными гонадотропинами в суммарной дозе 2100 ЕД, десенситизация гипофиза проводилась агонистами гонадотропинов ежедневно. В качестве триггера овуляции использовался хорионический гонадотропин 10 000 ЕД.

Трансвагинальная пункция проведена на 12-й день менструального цикла. Пунктировано 15 фолликулов, получено 15 ооцитов М II. Характеристика спермы супруга на день пункции: концентрация 19 млнмл, прогрессивно подвижных а=0%, в=0%, с=12%, морфологически нормальных 6%. ИКСИ проведено на 15 ооцитах. На 1-й день оплодотворилось 13 ооцитов, которые продолжили нормальное развитие на 2 и 3 дни. На 17-й день цикла произведен трансфер 2 эмбрионов в полость матки на стадии бластоцисты 5АА и 5АВ. Криоконсервированы 4 бластоцисты 4АВ, 5АВ, 4ВС, 5ВС. Толщина эндометрия на день переноса - 11 мм.

Поддержка посттрансферного периода проводилась микронизированным прогестероном 600 мг/сутки интравагинально. На 7 день переноса уровень эстрадиола в перефирической крови составил 784 нг/л, прогестерона - 110 мкг/л. В гемостазиограмме произошел сдвиг показателей в сторону гиперкоагуляции: фибриноген 553 мг/дл (норма до 400 мг/дл), Хагеман-зависимый фибринолиз 13 мин (норма до 12 мин), РФМК 11 г/лх102 (норма < 5,5 г/лх102), в связи с чем пациентке назначен дипиридамол 25 мгх 3 р/сутки. При контрольной гемостазиограмме через 7 дней уровень фибриногена снизился до 407 мг/дл, Хагеман-зависимый фибринолиз и уровень РФМК остались без изменения. Уровень в-ХГЧ на 14-й день цикла - 100 мМЕ/мл. При исследовании в-ХГЧ на 21-й день после переноса эмбрионов - менее 11,2 мМЕ/мл, при проведении ультразвукового исследования выявлен гравидарный эндометрий 10 мм, плодного яйца в полости матки не было обнаружено. Гормональная поддержка отменена, беременность не наступила.

С целью подготовки к криопротоколу пациентке С. в периконцепционный период была назначена фолиевая кислота 5мг/сутки ежедневно, в пищевой рацион рекомендовано ввести продукты, богатые витаминами С, Р, группы В-В1, В6, В12. Через 3 месяца пациентке назначен новый протокол ВРТ.

Стимуляция пролиферации эндометрия начата со 2-го дня цикла эстрадиол валератом в начальной дозе 4 мг/сутки с постепенным увеличением дозы к 11-му дню менструального цикла до 12 мг/сутки. С 15-го дня цикла начато введение масляного раствора прогестерона 2,5% - 6 мл/сутки. Учитывая особенности свертывающей системы и АФС, пациентке на фоне гормональной терапии назначен НМГ (эноксапарин натрий, 40 мг 1 раз в сутки, подкожно) под контролем показателей гемостазиограммы. На 19 день менструального цикла произведен трансфер 2 бластоцист (5АВ и 4АВ) в полость матки. Толщина эндометрия на день переноса составила 12 мм. Поддержка посттрансферного периода продолжена эстрадиол валератом 12 мг/сутки и масляным раствором прогестерона 2,5 5-6,0 в/м, НМГ (эноксапарин натрий, 40 мг/сутки, подкожно). При контроле гемостазиограммы выявлена изокоагуляция, показатели гемостаза не выходили из референсных значений. Уровень эстрадиола на 7-й день после переноса эмбрионов составил 520 нг/л, прогестерона 200 мкг/л. На 14-й день уровень в-ХГЧ составил 720 мМЕ/мл. На 21-й день после переноса при УЗ-исследовании в полости матки выявлено 1 плодное яйцо его средним внутренним диаметром 6 мм.

Беременность пациентки в первом триместре протекала без особенностей. Показатели пренатального скринига - в пределах нормальных популяционных значений. Морфологический ультразвук в 22 недели не выявил отклонений в развитии плода. Введение НМГ в дозе 40 мг/сутки и 5 мг фолиевой кислоты продолжали на протяжении всего периода беременности под контролем показателей гемостазиограммы каждые 7-10 дней. С 25-й недели беременности у пациентки развился гестоз. На 36-й неделе выявлена симметричная форма задержки внутриутробного развития плода, нарушение маточно-плацентарного кровотока, прогрессирование гестоза, в связи с чем пациентка была госпитализирована в отделение патологии беременности. Экстренное корпоральное кесарево сечение проведено на 36-37 неделе беременности из-за преждевременной отслойки нормально расположенной плаценты. Родилась живая недоношенная девочка весом 2500 г, рост 46 см, оценка по шкале АПГАР - 6-8 баллов.

Многочисленные неудачные попытки ЭКО у пациентки С. по-видимому были обусловлены хроническим эндометритом и патологией свертывающей системы. Хронический эндометрит является важным фактором в развитии патологии репродуктивной функции и требует обязательной верификации и лечения у женщин с бесплодием, неудачными попытками ЭКО, привычным невынашиванием. Эпидемиологические исследования свидетельствуют о том, что ХЭ выявляется примерно у 10% женщин репродуктивного возраста, однако у пациенток с нарушениями генеративной функции его распространенность увеличивается до 23-57% .

Диагностические сложности возникают при верификации ХЭ. Эталонным методом диагностики является патоморфологическое исследование. Причем, оптимальным сроком получения диагностического материала является средняя пролиферативная фаза. Морфологическое исследование материала, полученного в секреторной фазе цикла, недостаточно информативно. Поэтому исследование эндометрия пациенток с ХЭ в период «окна имплантации» не может быть в полной мере корректным и несет, в большей степени, информацию о соответствии морфологических превращений эндометрия фазе менструального цикла.

Продолжают обсуждаться морфологические критерии ХЭ. В публикациях ряда исследователей диагноз хронического эндометрита связывают с детекцией плазматических клеток, другие авторы считают, что есть формы эндометритов, проявляющиеся только лимфоидной инфильтрацией, третьи допускают наличие плазматических клеток в эндометрии здоровых фертильных женщин, четвертые важнейшим маркером воспаления в ткани эндометрия считают наличие большого числа макрофагов. Некоторые исследователи предлагают проведение количественной оценки клеточных элементов инфильтрата. Изменения морфологических свойств эндометрия при хроническом эндометрите указывают на иммунные механизмы прогрессирования заболевания.

Таким образом, для морфологических проявлений хронических воспалительных заболеваний гениталий характерны общие признаки, возникающие в большинстве органов при хроническом воспалении. Однако трактовать их следует с учетом структурных и функциональных особенностей эндометрия. Метод иммуногистохимии дает развернутое представление о местных иммунных процессах.

Длительная и часто бессимптомная персистенция инфекционных агентов в эндометрии приводит к выраженным изменениям в структуре ткани, препятствуя нормальной имплантации и плацентации и формируя патологический ответ на беременность. Воспалительные структурные изменения вызывают нарушение пролиферации и нормальной циклической трансформации ткани эндометрия это приобретает особое значение при беременности после переноса криоконсервированных эмбрионов с заведомо низким жизненным потенциалом. Отмечается высокая корреляция ХЭ с неудачами программ ЭКО и репродуктивных потерь в циклах ВРТ.

Помимо рецептивности эндометрия важное значение в процессе имплантации играет сосудистый и гемостазиологический статус как в целом организме, так и в области формирования плацентарной площадки. Известно, что в процессе имплантации наблюдается нарушение целостности сосудов эндометрия, а присоединяющиеся при этом гемостазиологические отклонения от нормы способны приводить к нарушению процессов плацентации, что ведет к невынашиванию, неразвивающейся беременности, развитию различных патологических отклонений у плода и, в конечном итоге, к бесплодию. Известно, что стимуляция суперовуляции в процессе экстракорпорального оплодотворения сопровождается явлениями гиперкоагуляции и активацией внутрисосудистого свертывания. В этой связи представляется весьма актуальным изучение развернутой картины системы гемостаза с точки зрения влияния этой системы на результативность программы экстракорпорального оплодотворения. Не вызывает сомнений эффективность применения НМГ и высоких доз фолиевой кислоты во время беременности у женщин с АФС и генетически-обусловленными тромбофилическими состояниями.

В связи с изложенным становится очевидным необходимость выявления значимых диагностических критериев и внесения патогенетически обоснованных уточнений в структурно-функциональные изменения эндометрия, препятствующие реализации репродуктивной функции у женщин с хроническими воспалительными заболеваниями гениталий. Разнородность когорт пациенток, вступающих в программы ВРТ, заставляет клиницистов оценивать частоту и характер внутриматочных патологий в каждом конкретном медицинском учреждении для того, чтобы разработать индивидуальную программу подготовки эндометрия, перед проведением очередной программы ВРТ.